Bahan Efektif Cistanche: Metode Pemisahan Dan Pemurnian Fenilethanoid Glikosida

Kontak:{0}}

Isolasi Dan Pemurnian Fenilethanoid Glikosida Dari Cistanche Deserticola Dengan Kromatografi Arus Balik Kecepatan Tinggi

Li a,b, Rong Tsao b,*, Raymond Yang b, Chunming Liu a,

J. Christopher Young b, Honghui Zhu b

Departemen Kimia, Universitas Normal Changchun, Changchun 130032, Tiongkok

b Pusat Penelitian Makanan Guelph, Pertanian dan Pangan Pertanian Kanada, 93 Stone Road West, Guelph, Ontario, Kanada N1G 5C9

Diterima 31 Mei 2007; diterima dalam bentuk revisi 16 Oktober 2007; diterima 29 Oktober 2007

Abstrak:

Limaglikosida feniletanoid(PhG),echinacosida, cistanoside A, acteoside, isoacteoside, dan 20-acetylacteoside, diisolasi dan dimurnikan dariDeserticola Cistancheuntuk pertama kalinya dengan high-speed counter-current chromatography (HSCCC) menggunakan dua sistem biphasic, satu terdiri dari etil asetat-etanol-air (5:0.5:4.5, v/v/v) dan lainnya dari etil asetat–n-butanol–etanol-air ({{10}}.5:0.5:0.1:1, v/v/v/v). Sebanyak 28,5 mg echinacosida, 18,4 mgcistanosida A, 14,6 mgakteosida, 30,1 mg isoakteosida dan 25,2 mg 20-asetilakteosida dimurnikan dari 1412 mg ekstrak n-butanolDeserticola Cistanche, masing-masing dengan kemurnian lebih dari 92,5 persen seperti yang ditentukan oleh HPLC. Struktur diidentifikasi dengan waktu retensi mereka, UV, LC-ESI-MS dalam mode ion negatif, dan dikonfirmasi oleh eksperimen NMR. Pola fragmentasi LC-ESI-MSn karakteristik dari lima senyawa dibahas, dan ditemukan menjadi alat yang sangat spesifik dan berguna untuk identifikasi struktural PhGs dari tanaman obat penting ini.

Crown Hak Cipta © 2007 Diterbitkan oleh Elsevier Ltd. Semua hak dilindungi undang-undang.

Kata kunci:Deserticola Cistanche; Feniletanoid;echinacosida; Cistanosida A;Akteosida; isoakteosida; 20-Asetilakteosida; HSCCC; LC–ESI-MS; NMR

1. Perkenalan

Deserticola CistancheYC Ma adalah obat herbal Cina yang terkenal dan telah banyak digunakan dalam sediaan tradisional yang mirip dengan bahan makanan fungsional atau suplemen makanan saat ini (Wong, Li, Cheng, & Chen, 2006). Konstituen bioaktif utama dalam C. deserticola adalahfeniletanoidglikosida (PhG), termasukechinacosida, akteosida, isoakteosida, 20-asetilakteosida, dancistanosida A(Kobayashi, Karasawa, & Miyase, 1984; Kobayashi et al., 1987). PhGs tersebar luas di kerajaan tumbuhan dan telah dipelajari secara ekstensif untuk berbagai fungsi biologisnya seperti hepatoprotektif (Xiong et al., 1998), anti-inflamasi, aktivitas antinosiseptif (Schapoval et al., 1998), dan aktivitas antioksidan (Cheng et al., 1998). , Wei, Guo, Ni, & Liu, 2005; He, Lau, Xu, Li, & Tapi, 2000; Li, Wang, & Wang, 1997; Li, Wang, Zheng, Liu, & Jia, 1993; Wang, Jiang , Wu, & Wang, 2001; Xiong, Kadota, Tani, & Namba, 1996), meningkatkan fungsi seksual (Xie & Wu, 1993; Zong, He, Wu, & Chen, 1996), dan efek sedatif (Lu, 1998) .

Karena bioaktivitas yang signifikan di atas, sejumlah besar senyawa murni sangat dibutuhkan sebagai standar referensi dan untuk berbagai studi in vitro dan in vivo yang terkait dengan penggunaan obat-obatan tradisional Cina. Metode yang efektif untuk isolasi, pemurnian, dan karakterisasi struktural PhGs, oleh karena itu menjadi perlu. Namun, pekerjaan seperti itu biasanya memerlukan penggunaan beberapa langkah kromatografi untuk pembersihan dan isolasi sampel (Gross, Lahloub, Anklin, Schulten, & Sticher, 1988; Nishimura, Sasaki, Inagaki, Chin, & Mitsuhashi, 1991; Ravn, Nishibe , Sasahara, & Li, 1990; Shoyama, Matsumoto, & Nishioka, 1987), yang biasanya menghasilkan tingkat pemulihan yang rendah karena adsorpsi ireversibel PhGs ke dukungan padat selama pemisahan (Lei et al., 2001). Sebaliknya, high-speed counter-current chromatography (HSCCC) telah menjadi alternatif yang efektif untuk teknik kromatografi konvensional untuk pemisahan beberapa PhGs dari ekstrak tumbuhan (Lei et al., 2001; Li et al., 2005). Lei dkk. berhasil dipisahkanakteosidadan 20-acetylacteoside dari Cistanches salsa (CA Mey.) G. Beck dengan menggunakan HSCCC (Lei et al., 2001). Penulis makalah ini sebelumnya telah melaporkan pemisahanakteosidadan isoacteoside dari Plantago psyllium L. oleh HSCCC (Li et al., 2005). Namun, tidak ada laporan yang diterbitkan tentang pemisahan dan pemurnian beberapa PhGs dariDeserticola Cistanchemenggunakan HSCCC. Karena kurangnya standar, metode LC-MS telah dikembangkan dan digunakan sebagai alat analisis yang kuat untuk karakterisasi cepat dan identifikasi beberapa PhG dalam ekstrak tumbuhan (Li et al., 2005; Wang et al., 2000).

Dalam makalah ini, kami melaporkan metode HSCCC yang dikembangkan untuk persiapan echinacosida,cistanosida A, acteoside, isoacteoside dan 20-acetylacteoside dariDeserticola Cistanche. Karakterisasi dan analisis dari lima PhG yang dipisahkan dilakukan dengan menggunakan LC yang digabungkan dengan spektrometri massa ESI in-line dan eksperimen NMR. Waktu retensi, berat molekul, dan ion fragmen karakteristik dari lima PhG disajikan dan dibahas dalam makalah ini. Struktur lima PhGs yang diidentifikasi dalam penelitian ini ditunjukkan pada Gambar. 1.

echinacosidadi cistanche

2. Percobaan

2.1. Bahan kimia dan reagen

Akteosidadibeli dari Sigma–Aldrich (Oak-Ville, ON), echincoside dibeli dari ChromaDex (Santa Ana, CA). Isoacteoside diisolasi dari P. psyllium L. (Li et al., 2005).Deserticola Cistanchedibeli dari Beijing TongRenTang Medicinal Store (Cina). Semua pelarut adalah kelas HPLC dan dibeli dari Caledon Laboratories Ltd. (Georgetown, ON).

2.2. Persiapan sampel

Deserticola Cistanche(20 g) diekstraksi lima kali pada suhu kamar selama 12 jam masing-masing dengan 100 mL etanol berair 80 persen. Setiap kali campuran ekstraksi disaring melalui kertas saring Whatman No.1 (Whatman International Ltd., Maidstone, Inggris). Filtrat gabungan dipekatkan hingga 100 mL dalam vakum pada <40 derajat.="" larutan="" berair="" yang="" dihasilkan="" dihilangkan="" lemaknya="" dua="" kali,="" masing-masing="" dengan="" 100="" ml="" heksana,="" dan="" kemudian="" diekstraksi="" berturut-turut="" selama="" lima="" kali,="" masing-masing="" dengan="" 100="" ml="" n-butanol.="" lapisan="" n-butanol="" digabungkan="" dan="" dipekatkan="" sampai="" kering="" dalam="" vakum="" pada=""><40 derajat,="" yang="" menghasilkan="" 2,2="" g="" ekstrak="" n-butanol.="" ekstrak="" disimpan="" pada="" -20="" derajat="" sebelum="" pemisahan="">

2.3. Prosedur pemisahan HSCCC

HSCCC preparatif dilakukan dalam Model CCC{{0}} kromatografi arus berlawanan kecepatan tinggi (Pharma-Tech Research, Baltimore, Maryland USA). Peralatan ini memiliki tiga gulungan preparatif, dihubungkan secara seri (volume total, 325 mL). Kecepatan putaran peralatan dapat diatur antara 0 dan 2000 rpm. Sistem HSCCC dilengkapi dengan pompa HPLC (Pharma-Tech Research, Baltimore, Maryland, USA), detektor UV Model 450 (Alltech, USA), perekam flat-bed Model L 120 E (Linseis Inc., Princeton Jct, USA), pengumpul pecahan (Advantec MFS Inc., USA) dan katup injeksi sampel dengan loop sampel 10-mL.

Campuran etil asetat-etanol-air (5:0.5:4.5, v/v/v) dikocok kuat-kuat dalam corong pemisah dan didiamkan dan dipisahkan pada suhu kamar. Kedua fase tersebut digunakan dalam HSCCC setelah mencapai kesetimbangan. Seluruh kolom yang digulung terlebih dahulu diisi dengan lapisan atas, yang berfungsi sebagai fase diam. Lapisan bawah (fase gerak) kemudian dipompa ke ujung kolom pada laju alir 1,5 mL/menit. Kecepatan putaran disetel pada 1050 rpm. Sampel (sekitar 230 mg setiap kali) dilarutkan dalam 8 ml campuran etil asetat-etanol-air (5:0.5:4.5, v/v/v) dimasukkan ke dalam katup injeksi setelah sistem mencapai hidrodinamik. keseimbangan. Sistem pelarut bifasik ini dipilih berdasarkan koefisien partisi (K), yaitu 0,87, 1,11, dan 1,32 untukakteosida, isoacteoside, dan 20 acetylacteoside, masing-masing. Nilai K adalah rasio konsentrasi di lapisan atas dan bawah dari senyawa yang sama seperti yang ditentukan oleh HPLC (Gbr. 2). Efluen dari outlet kolom terus dipantau oleh detektor UV pada 254 nm dan dikumpulkan ke dalam tabung reaksi dengan pengumpul fraksi yang ditetapkan pada 4 menit untuk setiap tabung.

2.4. kondisi LC

auto-sampler statis dan detektor array fotodioda (DAD) digunakan untuk analisis PhG dalam ekstrak n-butanolDeserticola Cistanchedan fraksi yang dikumpulkan dari pemisahan HSCCC. Pemisahan dilakukan dalam kolom Phenomenex ODS-C18 (250 × 4,6 mm, 5 lm) dengan kolom pelindung C18. Fase gerak biner terdiri dari asetonitril (pelarut A) dan air yang mengandung 2 persen asam asetat (pelarut B). Semua pelarut disaring melalui a

{{0}}.45 lm filter sebelum digunakan. Laju aliran dijaga konstan pada 1.0 mL/menit untuk total waktu berjalan 25 menit. Sistem dijalankan dengan program gradien: 0–20 min: 90 persen B hingga 60 persen B; 20–22 menit: 60 persen B hingga 0 persen B; dan 22-25 menit, 0 persen B sampai 90 persen B. Volume injeksi sampel adalah 10 lL. Puncak minat dipantau pada 320 nm oleh detektor DAD.

2.5. Eksperimen LC–ESI-MS

Eksperimen LC-MS dilakukan menggunakan spektrometer massa perangkap ion Finnigan LCQ DECA (Thermo Finnigan, San Jose, CA, USA) yang dilengkapi dengan sumber ionisasi elektrospray (ESI). Sampel dianalisis dalam kondisi kromatografi yang sama. Sebuah model negatif digunakan untuk pengumpulan data. Gas selubung dan laju aliran tambahan ditetapkan masing-masing pada 96 dan 7 (satuan arbitrer). Tegangan kapiler diatur pada 29 V dan suhunya dikontrol pada 350 derajat. Tegangan lensa masuk ditetapkan pada 40 V dan amplitudo RF multikutub ditetapkan pada 540 V. Tegangan jarum ESI dikontrol pada 4,5 kV. Penyetelan lensa tabung adalah 16 V, penyetelan lensa multikutub 1 adalah 8,20 V dan penyetelan lensa multikutub 2 adalah 10,5 V. Tegangan pengali elektron disetel pada 980 V untuk deteksi ion.

2.6. NMR untuk Identifikasi

Spektrum NMR direkam pada spektrometer Bruker Avance-600 (Bruker BioSpin Ltd., Milton, Kanada). Hanya senyawa 2 dan 5 (tidak ada standar yang tersedia) yang menjadi sasaran percobaan NMR. Sampel dilarutkan dalam CD3OD.

3. Hasil dan Pembahasan

3.1. pemisahan HSCCC

Ekstrak n-butanol dariDeserticola Cistanchedan fraksi yang sesuai untuk setiap puncak yang diisolasi oleh HSCCC dianalisis dengan HPLC, dan hasilnya diberikan pada Gambar. 2. Lima senyawa utama (puncak 1-5) dipisahkan dan dideteksi dengan waktu retensi pada 9,2 menit, 10,7 menit, 12,3 menit ,

13,3 menit dan 16,2 menit, masing-masing.

Pemisahan HSCCC yang berhasil sangat tergantung pada sistem pelarut dua fase yang sesuai yang memberikan koefisien partisi (K) yang ideal sekitar 1 untuk senyawa yang diinginkan. Sistem biphasic seperti itu juga harus menghasilkan waktu penyelesaian yang cukup singkat (Chen, Games, & Jones, 2003; Foucault & Chevolot, 1998; Oka, Oka, & Ito, 1991). Dalam percobaan kami, kami memilih empat seri sistem pelarut sesuai dengan kelarutan senyawa target dalamDeserticola Cistanche. HPLC digunakan untuk mengukur konsentrasi di setiap fase, dari mana nilai K dari senyawa target dihitung. Dua sistem, etil asetat– n-butanol–etanol-air (4:0.6:0.6:5, v/v/v/v) dan etil asetat–air (1: 1, v/v), sebelumnya telah digunakan di HSCCC untuk memisahkanakteosidadan 20-asetilakteosida dariC. salsa,akteosida, dan isoacteoside dari P. Psyllium, masing-masing (Lei et al., 2001; Li et al., 2005). Meskipun sistem pertama memiliki waktu pengendapan yang relatif singkat, ia memiliki kinerja yang buruk dalam memisahkan PhGs dariDeserticola Cistanche, karena nilai K yang rendah untuk senyawa 1 dan 2, dan nilai K yang tinggi untuk senyawa 3-5. Nilai K sangat rendah untuk senyawa 1-4 dalam sistem kedua, tetapi sangat tinggi untuk senyawa 5 (Tabel 1). Sistem modifikasi yang mengandung etil asetat–etanol-air (5:{{10}}.5:4.5, v/v/v), memberikan nilai K ideal untuk senyawa 3-5 pada 0,87, 1,11, dan 1,32, masing-masing, dan menghasilkan pemisahan yang baik dari ketiga senyawa ini (Gbr. 3A dan B). Sistem ini, bagaimanapun, menghasilkan

nilai K yang terlalu kecil untuk senyawa 1 dan 2, menyebabkan kedua senyawa terelusi bersama di dekat bagian depan pelarut (fraksi 1 pada Gambar 3A). Modifikasi lebih lanjut pada sistem (etil asetat–n-butanol–etanol-air (0.5:0.5:0.1:1, v/v/v/ v) menaikkan nilai K untuk senyawa 1 dan 2 masing-masing menjadi 0.52 dan 0.92, dan menyebabkan pemisahan sempurna (Gbr. 3C).Gbr. 3A menunjukkan pemisahan HSCCC dari a sampel yang mengandung 230 mg ekstrak n-butanol dariDeserticola Cistanchemenggunakan etil asetat–etanol-air (5:0.5:4.5, v/v/v). Fraksi yang dikonfirmasi oleh HPLC hanya mengandung senyawa 3, 4, atau 5 digabungkan secara terpisah, dan yang mengandung senyawa 3 dan 4 dikumpulkan, dikeringkan-beku, dan dimasukkan kembali ke HSCCC untuk pemisahan lebih lanjut (Gbr. 3B). Pemisahan HSCCC dua langkah yang dijelaskan di atas menghasilkan total 14,6 mg, 30,1 mg, dan 25,2 mg senyawa 3-5 dari 1412 mg ekstrak n-butanol. Gambar 3C menunjukkan pemisahan HSCCC dari sampel yang mengandung senyawa 1 dan 2 (fraksi 1 pada pemisahan pertama) menggunakan etil asetat–n-butanol–etanol-air (0.5:0.5 :0.1:1, v/v/v/v). Sebanyak 28,5 dan 18,4 mg senyawa 1 dan 2 diperoleh. Kemurnian kromatografi dari senyawa beku-kering 1-5 lebih dari 92,5 persen, yang langsung digunakan untuk analisis LC-ESI-MS dan NMR.

3.2. Identifikasi struktural dengan LC-ESI-MS dan NMR

Identifikasi tentatif senyawa 1, 3, dan 4 dicapai dengan waktu retensi yang kongruen dan data spektral UV dengan echinacosida asli,akteosida, dan isoacteoside (Gbr. 2). Senyawa 2 dan 5 tidak diketahui, namun, spektrum UV dari kelima senyawa sangat mirip, menunjukkan fitur struktural yang serupa.

Untuk menyelidiki lebih lanjut struktur lima senyawa ini, percobaan LC-ESI-MSn dicoba dan hasilnya ditunjukkan pada Gambar. 4 dan Tabel 2. Senyawa yang terkait dengan puncak (1-5) pada Gambar. 2 menunjukkan ion molekul terdeprotonasi yang intens [MH]— masing-masing pada m/z 785, 799, 623, 623, dan 665, dalam mode negatif. Dimer [2M H]—ion juga diamati untuk puncak 1-4 pada Gambar. 2. Ini menegaskan berat molekul puncak 1-5 menjadi 786, 800, 624, 624, dan 666, masing-masing. Data LC-MSN (Tabel 2) memberikan informasi struktural yang sangat berguna untuk lima PhGs, seperti hilangnya netral

prosedur Eksperimental: kira-kira 1 mg dari setiap sampel ditimbang dalam tabung reaksi 10 mL di mana 1 mL dari setiap fase sistem pelarut dua fase pra-ekuilibrasi ditambahkan. Tabung reaksi ditutup dan dikocok kuat-kuat selama 1 menit, dan didiamkan sampai benar-benar terpisah. Sebuah alikuot 100 lL dari setiap lapisan diambil dan diuapkan secara terpisah sampai kering dalam vakum pada<40 °c.="" the="" residue="" was="" dissolved="" in="" 10="" ll="" methanol="" and="" analyzed="" by="" hplc="" for="" determining="" the="" partition="" coefficient="" (k)="" of="" compounds="" 1–5.="" the="" k="" value="" was="" expressed="" as="" the="" peak="" area="" of="" the="" target="" compound="" in="" the="" upper="" phase="" divided="" by="" that="" in="" the="" lower="">

bagian caffeoyl (162), bagian glukosa (162), bagian rhamnose (146), radikal CH2 (14), dan kelompok COCH2 (42).

LC-ESI-MS dari puncak 1 ditunjukkan pada Gambar. 4A. Ion molekul terdeprotonasi [MH]— pada m/z 785 dengan kelimpahan tinggi dan molekul terdeprotonasi dimer

ion [2M H]— pada m/z 1571 diamati dalam mode negatif, menunjukkan berat molekul 786, yang sama dengan echinacosida. Penyelidikan lebih lanjut dalam percobaan LC–MS2 dari ion m/z 785 menghasilkan satu ion anak utama pada m/z 623 (Gbr. 4B) yang dihasilkan langsung dari m/z 785 dengan kehilangan bagian caffeoyl atau bagian heksosa sebagai [M 162 H]—. Spektrum LC-MS3 m/z 623 menunjukkan dua ion utama pada m/z 477 dan 461, dan dua ion minor pada m/z 315 dan 179 (Gbr. 3C, Tabel 2). Perbedaan massa antara m/z 623 dan ion fragmen m/z 477 dan 461 masing-masing adalah 146 dan 162, sesuai dengan hilangnya unit rhamnose dan bagian glukosa atau bagian rasa kafe [M 162 H]—. Ion m/z 623 juga kehilangan bagian caffeoyl dan bagian rhamnose untuk menghasilkan ion m/z 315. Ion pada m/z 179 dihasilkan dari pembelahan bagian caffeoyl, dengan muatan negatif yang tersisa pada bagian bagian caffeoyl. Eksperimen LC–ESI-MSN pada echinacosida asli menunjukkan pola fragmentasi yang sama. Puncak 1 oleh karena itu dikonfirmasi sebagai echinacosida.

Untuk puncak 2, LC–ESI-MS menunjukkan m/z 799 sebagai ion molekul terdeprotonasi [MH]— dan m/z 1599 sebagai ion dimernya, menunjukkan massa molekul 800. Selama percobaan MS2, m/z 799 ion membentuk tiga anak perempuan

ion pada m/z 637, 623, dan 475 (Tabel 1). Ion pada m/z 637 diproduksi langsung dari ion induk m/z 799 lagi karena kehilangan netral dari caffeoyl [M—162—H]— atau bagian glukosa [M—162—H]—. Ion pada m/z 623 dihasilkan dari hilangnya radikal CH2. Ion pada m/z 475 terbentuk dari kehilangan netral dari kedua bagian caffeoyl [M 162 H]—dan bagian glukosa dari ion induk. Eksperimen MS3 pada m/z 637 menghasilkan tiga ion pada m/z 619, 491, dan 475, masing-masing sesuai dengan kehilangan satu air, satu unit rhamnose, dan satu gugus glukosa. Ion anak m/z 623 menghasilkan m/z 461 dan 315 dalam studi MS3, yang mengikuti jalur fragmentasi yang sama seperti echinacosida seperti yang dibahas di atas. Data LC-ESI-MSN mendukung identifikasi tentatif untuk puncak 2 sebagai:cistanosida A.

Eksperimen LC–ESI-MS juga dilakukan untuk puncak

3 dan 4 (tR 12,49 dan 13,46 menit pada Gambar 2). Kedua puncak menunjukkan ion [MH]— yang sama pada m/z 623 dan dimer pada m/z 1247 dalam mode negatif (Tabel 1), yang menunjukkan bahwa mereka mungkin isomer dengan berat molekul yang sama dari

624, sama denganakteosidadan isoakteosida. Spektrum MS2 dari ion [MH]— juga menunjukkan satu ion anak yang sama dari m/z 461, yang menunjukkan hilangnya bagian caffeoyl dari ion induk m/z 623 (Tabel 1). Spektrum MS3 serupa diperoleh untuk dua senyawa. Untuk puncak 3, spektrum MS3 ion pada m/z 461 membentuk tiga ion pada m/z 315, 161, dan 135. m/z 315 terbentuk setelah kehilangan rhamnose seperti yang dibahas sebelumnya. Ion m/z 161 dihasilkan dari pembelahan bagian caffeoyl, diikuti dengan hilangnya satu air lebih lanjut; muatan tetap pada bagian dari bagian caffeoyl. Ion pada m/z 135 [aglycone 18 H]— muncul dari pemutusan ikatan glikosidik pada posisi C1 dengan tambahan kehilangan satu air, meninggalkan muatan pada bagian aglikon. Spektrum MS3 dari puncak 4 mengikuti jalur fragmentasi yang sama seperti puncak 3 kecuali untuk ion yang hilang pada m/z 135. Ion molekul dan pola fragmentasi dari kedua senyawa ini konsisten dengan data literatur tentangakteosidadan isoacteoside (Wang et al., 2000), meskipun ion tambahan m/z 153 ditemukan dan

ditetapkan sebagai [aglikon H]— oleh Wang et al. (Wang et al., 2000). Ion ini mungkin tidak stabil dan kehilangan air untuk menghasilkan m/z 135 dalam percobaan kami. Berdasarkan data MS dan waktu retensi kongruen puncak 3 dan 4 dengan standar, oleh karena itu diidentifikasi sebagaiakteosidadan isoacteoside, masing-masing.

Data LC–ESI-MS dari puncak 5 ditunjukkan pada Tabel 2. Sebuah ion molekul terdeprotonasi [MH]— (m/z 665) adalah satu-satunya ion yang ditemukan dalam mode negatif, menyiratkan massa molekul 666. Tiga ion anak diamati pada m/z 623, 503, dan 461 dalam percobaan MS2 (Tabel 2). Ion anak pada m/z 623 dan 503 dibentuk langsung dari ion induk dengan kehilangan gugus COCH2 dan gugus caffeoyl, masing-masing. Ion pada m/z 461 berasal dari hilangnya bagian caffeoyl dan COCH2 [M 162 42 H]— dari ion induk. Pada percobaan MS, m/z 623 menghasilkan m/z 461, dan m/z 503 menghasilkan tiga ion pada m/z 485, 461, dan 315. Spektrum MS3 dari ion anak m/z 461 menghasilkan dua ion pada 443 dan 315. Dengan membandingkan pola fragmentasi LC-MSN dari puncak 5 dengan senyawa lain yang dilaporkan dalam penelitian ini dan dengan yang dilaporkan lainnya (Li et al., 2005; Wang et al., 2000), kami menyimpulkan bahwa puncak 5 secara struktural sangat terkait untuk acteoside dengan satu-satunya perbedaan menjadi unit COCH3 pada posisi R3. Oleh karena itu, identitas tentatif diberikan pada puncak 5 sebagai 20-asetilakteosida (Gbr. 1).

Struktur dari dua senyawa yang diidentifikasi secara tentatif, puncak 2 (sebagai cistanosida A) dan puncak 5 (sebagai 20-asetilakteosida) dikonfirmasi strukturnya oleh 1H NMR. Pergeseran kimia dan konstanta kopling dari semua proton dalam senyawa 2 dan 5, seperti yang ditunjukkan pada Tabel 3., cocok dengan data NMR yang dilaporkan untukcistanosida Adan 20-acetylacteoside, masing-masing (Kobayashi et al., 1984, 1987). Eksperimen 2D NMR (jarak jauh COSY, ROESY, dan korelasi CH) juga dilakukan dalam penelitian ini dan mereka lebih lanjut mengkonfirmasi identifikasi (data tidak ditampilkan).

feniletanoidglikosida dalam cistanche

4. Kesimpulan

Dalam makalah ini, HSCCC berhasil digunakan untuk isolasi dan pemurnian echinacosida,cistanosida A, acteoside, isoacteoside, dan 20-acetylacteoside dari ekstrak n-butanol C. deserticola. Oleh karena itu cara yang terbukti untuk pemisahan bioaktif semi-preparatif. Sementara itu, struktur lima PhGs di Cistanche deserticola telah diselidiki dengan menggunakan LC–ESI-MSN; beberapa ciri khas PhG ditemukan, yang memungkinkan kami untuk menentukan gugus fungsi dalam struktur. Oleh karena itu, metode LC-ESI-MSN merupakan alat yang ampuh untuk identifikasi cepatfeniletanoiddan glikosidanya diDeserticola Cistancheekstrak, terutama bila dibuktikan dengan data NMR.

Pengakuan

Penulis ingin mengucapkan terima kasih kepada Jun Gu dari Nuclear Magnetic Resonance Centre, University of Guelph, Ontario, Kanada atas bantuannya dalam eksperimen NMR. Proyek ini sebagian didukung oleh pendanaan dari Provinsi Jilin, Cina (No. 20060904).

Referensi

Chen, LJ, Permainan, DE, & Jones, J. (2003). Isolasi dan identifikasi empat konstituen flavonoid dari biji Oroxylum Indicum dengan kromatografi arus balik kecepatan tinggi. Jurnal Kromatografi A, 988, 95-105.

Cheng, XY, Wei, T., Guo, B., Ni, W., & Liu, CZ (2005).Deserticola Cistanchekultur suspensi sel:Feniletanoidbiosintesis glikosida dan aktivitas antioksidan. Proses Biokimia, 40, 3119– 3124.

Foucault, AP, & Chevolot, L. (1998). Kromatografi arus balik: instrumentasi, pemilihan pelarut, dan beberapa aplikasi terbaru untuk pemurnian produk alami. Jurnal Kromatografi A, 808, 3-22.

Kotor, G.-A., Lahloub, MF, Anklin, C., Schulten, H.-R., & Sticher, O. (1988). Teucrioside, glikosida fenilpropanoid dari Teucrium Chamaedrys. Fitokimia, 27, 1459–1463.

Dia, ZD, Lau, KM, Xu, HX, Li, PC, & Tapi, PPH (2000).

Aktivitas antioksidan darifeniletanoidglikosida dari kesempatan Brandisia. Jurnal Etnofarmakologi, 71, 483-486.

Kobayashi, H., Karasawa, H., & Miyase, T. (1984). Studi tentang konstituen Cistanchis Herba. AKU AKU AKU. Isolasi dan struktur glikosida fenilpropanoid baru,Cistanosida Adan B. Buletin Kimia & Farmasi, 32, 3009–3014.

Kobayashi, H., Oguchi, H., Takizawa, N., Miyase, T., Ueno, A., Usmanghani, K., et al. (1987). Barufeniletanoidglikosida dariBentengtubulosa (Schrenk) Kait. Buletin Kimia & Farmasi FI, 35, 3309–3314.

Lei, L., Yang, FQ, Zhang, TY, Tu, PF, Wu, LJ, & Ito, Y. (2001).

Isolasi dan pemurnian preparatifakteosidadan 2'-asetil akteosida dari Cistanches salsa (CA Mey) G. Beck dengan kromatografi arus balik. Jurnal Kromatografi A, 912, 181–185.

Li, L., Tsao, R., Liu, ZQ, Liu, SY, Yang, R., Young, JC, dkk. (2005). Isolasi dan pemurnianakteosidadan isoacteoside dari Plantago psyllium L. dengan kromatografi arus berlawanan kecepatan tinggi. Jurnal Kromatografi A, 1063, 161-169.

Li, LL, Wang, XW, & Wang, XF (1997). Peroksidasi antilipid dan aksi antiradikal glikosida dalam herba Cistanches. China Journal of Chinese Materia Medica, 22, 364–367.

Li, J., Wang, PF, Zheng, RL, Liu, ZM, & Jia, ZJ (1993). Perlindungan glikosida fenilpropanoid dari Pedicularis terhadap hemolisis oksidatif in vitro. Planta Medica, 59, 315–317.

Lu, MC (1998). Studi tentang efek sedatif dariDeserticola Cistanche.Journal of Ethnopharmacology, 59, 161–165.

Nishimura, H., Sasaki, H., Inagaki, N., Chin, M., & Mitsuhashi, H. (1991). Sembilan glikosida phenethyl alcohol dari Stachys szeboldzz. Fitokimia, 30, 965–969.

Oka, F., Oka, H., & Ito, Y. (1991). Pencarian sistematis untuk sistem pelarut dua fase yang sesuai untuk kromatografi arus berlawanan kecepatan tinggi. Jurnal Kromatografi, 538, 99–108.

Ravn, H., Nishibe, S., Sasahara, M., & Li, X. (1990). Senyawa fenolik dari Plantago Asiatica. Fitokimia, 29, 3627–3631.

Schapoval, EES, Winter de Vargas, MR, Chaves, CG, Bridi, R., Zuanazzi, JA, & Henriques, AT (1998). Aktivitas antiinflamasi dan antinosiseptif dari ekstrak dan senyawa yang diisolasi dari Stachytarpheta cayennensis. Jurnal Etnofarmakologi, 60, 53-59. Shoyama, Y., Matsumoto, M., & Nishioka, I. (1987). Glikosida fenolik dari akar sakit Rehmannia glutinosa Var. Purpurea. Fitokimia, 26, 983-986.

Wang, XW, Jiang, XY, Wu, LY, & Wang, XF (2001). Memulung efek glikosida dariDeserticola Cistanchepada radikal bebas dan perlindungannya terhadap kerusakan DNA yang diinduksi OH secara in vitro. Jurnal Farmakologi Cina, 36, 29-31.

Wang, YM, Zhang, SJ, Luo, GA, Hu, YN, Hu, JP, Liu, L., Zhu,

Y., & Wang, HJ (2000). Analisis darifeniletanoidglikosida dalam ekstrak herbal Cistanchis oleh LC/ESI-MS/MS. Acta Pharmaceutica Sinica, 35, 839–842.

Wong, C.-C., Li, H.-B., Cheng, K.-W., & Chen, F. (2006). Sebuah survei sistematis aktivitas antioksidan dari 30 tanaman obat Cina menggunakan uji kekuatan antioksidan pereduksi besi. Kimia Makanan, 97, 705-711. Xie, JH, & Wu, CF (1993). Pengaruh ekstrak etanolikDeserticola Cistanchepada kandungan neurotransmiter monoamine pada tikus

otak. Obat Tradisional dan Herbal Cina, 24, 417–419.

Xiong, Q., Hase, K., Tezuka, Y., Tani, T., Namba, T., & Kadota, S. (1998). Aktivitas hepatoprotektif darifeniletanoiddariDeserticola Cistanche. Planta Medica, 64, 120-125.

Xiong, QB, Kadota, S., Tani, T., & Namba, T. (1996). Efek antioksidan fenilethanoid dariDeserticola Cistanche. Buletin Biologi & Farmasi, 19, 1580–1585.

Zong, G., Dia, W., Wu, GL, & Chen, LH (1996). Perbandingan antaraDeserticola CistancheYC Ma danBentengtubular (Schenk) Berat pada beberapa aktivitas farmakologis. Jurnal Pengobatan Tradisional Cina, 21, 436-438.