Penularan Virus Demam Babi Klasik pada Anak Babi yang Tinggal Bersama dengan Berbagai Status Kekebalan Tubuh Setelah Vaksin Hidup yang Dilemahkan

Ringkasan Sederhana:

Demam babi klasik adalah patogen yang sangat berbahaya yang menyerang babi domestik. Vaksinasi dengan vaksin hidup yang dimodifikasi sangat penting untuk mencegah dan mengendalikan demam babi klasik. Namun, banyak faktor, seperti antibodi yang diturunkan dari ibu melalui kolostrum, dapat mengganggu kemanjuran vaksin hidup, sehingga menyebabkan perlindungan yang tidak lengkap pada ternak komersial. Dalam penelitian ini, kami menyelidiki penularan virus demam babi klasik pada anak babi percobaan dengan berbagai status kekebalan pasca vaksinasi. Anak babi bebas patogen spesifik yang terinfeksi virus demam babi klasik berperan sebagai donor virus dan penyerbu utama dan hidup bersama dengan anak babi yang memiliki antibodi turunan ibu yang telah atau belum menjalani vaksinasi. Berdasarkan hasil, sebagian besar anak babi dengan antibodi yang berasal dari ibu yang divaksinasi sepenuhnya terlindungi dari penularan kontak dari donor virus dan memblokir penularan virus ke pihak ketiga (anak babi tersebut terpajan sekunder melalui hidup bersama). Imunitas yang diperantarai sel, diwakili oleh sel yang mensekresi interferon- -spesifik, berperan sebagai kunci pembersihan dan pemulihan virus. Sebaliknya, anak babi yang tidak divaksinasi dengan tingkat antibodi yang rendah dari induknya telah mempercepat infeksi virus demam babi klasik setelah invasi virus. Kesimpulannya, vaksinasi masih menginduksi kekebalan yang kuat pada kelompok ternak komersial di bawah pengaruh antibodi yang diturunkan dari ibu dan dapat memblokir penularan virus pada kelompok ternak.

tanaman cistanche meningkatkan sistem kekebalan tubuh

Abstrak:

Demam babi klasik (CSF) adalah penyakit hemoragik sistemik yang menyerang babi peliharaan dan babi hutan. Vaksin hidup yang dimodifikasi (MLV) memberikan perlindungan yang cepat dan solid terhadap infeksi virus CSF (CSFV). Antibodi yang diturunkan dari ibu (MDA) melalui kolostrum dapat mengganggu kemanjuran MLV, sehingga menyebabkan perlindungan yang tidak lengkap terhadap infeksi CSFV pada babi. Penelitian ini menyelidiki penularan CSFV di antara anak babi percobaan dengan berbagai status kekebalan pasca-MLV. Sembilan belas anak babi, 18 dengan MDA dan 1 anak babi bebas patogen spesifik yang terinfeksi CSFV yang berperan sebagai donor CSFV, hidup bersama dengan anak babi yang telah atau belum diberikan MLV. Lima per enam anak babi dengan MDA yang telah diberikan satu dosis MLV sepenuhnya terlindungi dari penularan kontak dari donor CSFV dan tidak menularkan CSFV ke anak babi yang terpajan sekunder melalui hidup bersama. Imunitas yang diperantarai sel, yang diwakili oleh sel yang mensekresi interferon- -spesifik anti-CSFV, adalah kunci pembersihan dan pemulihan virus. Setelah hidup bersama dengan donor CSFV, anak babi yang tidak divaksinasi dengan tingkat MDA rendah menunjukkan infeksi CSFV dan menyebarkan CSFV ke anak babi lain melalui kontak; mereka yang memiliki kadar MDA tinggi sembuh tetapi menjadi pembawa penyakit tanpa gejala. Kesimpulannya, MLV masih menginduksi kekebalan yang kuat pada kelompok ternak komersial di bawah pengaruh MDA dan menghambat penularan CSFV dalam kelompok tersebut.

Kata kunci:

demam babi klasik; vaksin hidup yang dimodifikasi; antibodi yang diturunkan dari ibu; penularan

1. Perkenalan

Demam babi klasik (CSF) adalah penyakit hemoragik lintas batas, sangat menular, yang menyerang babi domestik dan babi hutan dan disebabkan oleh virus demam babi klasik (CSFV) [1,2]. CSF merupakan penyakit yang wajib dilaporkan oleh Organisasi Kesehatan Hewan Dunia (WOAH), dan CSF masih merupakan penyakit endemik di Asia, Amerika Selatan, Amerika Tengah, dan Karibia. Hanya negara-negara Amerika Utara, Oseania, dan Eropa Barat yang berhasil memberantas CSF [3-6].

CSFV adalah virus RNA strain tunggal yang terselubung darivirus hamagenus dari famili Flaviviridae yang juga terdiri dari virus diare virus sapi dan virus penyakit perbatasan [1,2]. Genom virus mengandung sekitar 12,3 kb dan mengkode 3898 asam amino poliprotein, yang kemudian diolah menjadi empat struktural (C, Erns, E1, dan E2) dan delapan nonstruktural (Npro, p7, NS2, NS3, NS4A, NS4B, NS5A, dan NS5B) protein oleh protease virus dan seluler [7]. Berdasarkan sekuens E2 atau NS5B, CSFV diklasifikasikan menjadi tiga genotipe dengan tiga atau empat subtipe (1.1, 1.2, 1.3; 2.1, 2.2, 2.3; 3.1, 3.2, 3.3, 3.4) [8]. Tergantung pada virulensi CSFV dan faktor babi, termasuk usia, ras, kondisi kesehatan, dan status kekebalan, babi yang terinfeksi CSFV dapat menunjukkan tanda-tanda klinis akut, subakut, atau kronis [9-11]. Babi yang terinfeksi CSFV dengan virulensi tinggi menunjukkan demam akut dan lesi hemoragik yang parah serta mengeluarkan viral load yang tinggi melalui kotoran, air liur, dan sekresi selama masa hidup mereka yang singkat. Sebaliknya, babi yang terinfeksi CSFV dengan virulensi sedang dan virulensi rendah menunjukkan tanda-tanda klinis subakut dan kronis serta lesi yang lebih ringan dan mengeluarkan CSFV dalam jumlah sedang-rendah melalui tinja, air liur, dan sekresi selama hari-hari kelangsungan hidup mereka yang relatif lebih lama [12,13 ]. Di lapangan, babi yang terinfeksi secara primer dapat berperan penting dalam penularan sekunder CSFV ke babi lain yang mempunyai kekebalan berbeda terhadap CSFV. Penularan CSFV dengan virulensi sedang dan virulensi tinggi lebih tinggi dibandingkan CSFV dengan virulensi rendah [12,13].

Vaksinasi sangat penting untuk pencegahan dan pengendalian CSF di negara-negara endemik. Vaksin hidup yang dimodifikasi (MLV) adalah vaksin dengan efikasi tinggi, aman, dan terjangkau serta paling banyak digunakan di kalangan ternak komersial. MLV dapat dengan cepat menginduksi kekebalan untuk memberikan perlindungan parsial pada 3 hari pasca vaksinasi, dan perlindungan lengkap pada 5 hari pasca vaksinasi [14-16]. Namun, banyak faktor, termasuk status kesehatan kualitas vaksin babi, dan tingkat antibodi yang diturunkan dari ibu (MDA), dapat mengurangi kemanjuran MLV, sehingga menyebabkan tidak lengkapnya perlindungan pada babi yang divaksinasi [14-16]. Pada ternak endemik CSF, waktu vaksinasi MLV bergantung pada tingkat MDA babi; tingkat MDA yang tinggi mengganggu kemanjuran MLV, dan tingkat MDA yang rendah meningkatkan risiko infeksi pada anak babi [17,18]. Oleh karena itu, perumusan program vaksinasi MLV pada kelompok ternak harus didasarkan pada penurunan kadar MDA. Program vaksinasi CSF yang dilaksanakan secara berkala di Taiwan meliputi vaksinasi pada babi bunting untuk memberikan MDA melalui kolostrum kepada neonatus dan kemudian memberikan dosis pertama MLV kepada anak babi pada usia 3–12 minggu. Menurut pengawasan di Taiwan, rata-rata titer antibodi penetral anti-CSFV (NA) dari MDA pada anak babi pada saat vaksinasi MLV pertama mereka lebih tinggi dari 1:32 [19], yang dapat mengganggu kemanjuran MLV dan mengakibatkan berbagai penyakit. status kekebalan dalam kelompok. Penelitian ini menggambarkan percobaan pada hewan untuk menguji kemampuan MLV dalam melindungi anak babi dengan berbagai tingkat MDA setelah hidup bersama dengan anak babi yang terinfeksi CSFV yang bertindak sebagai donor CSFV (yaitu, 'penyerbu utama').

2. Bahan-bahan dan metode-metode

2.1. Sel dan Virus

Sel-sel tipe babi-circovirus-1-ginjal babi bebas-15 (PK-15) dikultur dalam media esensial minimum (Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA) dengan 5% serum janin sapi (FBS) dan diinkubasi pada suhu 37 ◦C dalam 5% CO2. Sel PK-15 mendukung perbanyakan CSFV, termasuk strain vaksin Lapinized Philippines Coronel (LPC) dari genotipe 1.1 dan strain TD/96 dari genotipe 2.1. Titer virus strain LPC dan TD/96 masing-masing adalah 107,71 dan 105,87 dosis infeksi kultur jaringan 50% (TCID50).

2.2. Desain eksperimental

Sebanyak {{0}}anak babi berumur seminggu yang terdiri dari 1 anak babi bebas patogen spesifik (SPF) tanpa NA anti-CSFV (Grup 1) dan 18 anak babi sehat (Grup 2–5) dari vaksinasi LPC babi dari kawanan bebas CSFV (Gambar 1) digunakan dalam percobaan. Ke-18 anak babi sehat tersebut dibagi secara acak menjadi empat kelompok (Kelompok 2–5); rata-rata titer anti-LPC NA (log2) di antara Grup 2–5 masing-masing adalah 3,7 ± 2,2, 3,7 ± 2,3, 4,3 ± 2,2, dan 4,3 ± 1,3 log2 kali lipat dan tidak berbeda nyata pada 0 hari pasca percobaan (DPE). Ironisnya, anak babi SPF (Grup 1) diinokulasi dengan menggunakan strain 5 × 105 TCID50 TD/96 pada 7 DPE dan berperan sebagai penyerbu utama atau donor CSFV ketika hidup bersama di Kamar 12 dengan Grup 2 dan 3 (Gambar 1). Untuk menguji apakah MDA mengurangi kemanjuran MLV, Grup 2 (n=6) divaksinasi dengan vaksin LPC dosis tunggal (lebih dari 1 × 104 TCID50/dosis) pada 0 DPE. Untuk menguji kemampuan perlindungan MDA, Grup 3 (kontrol untuk Grup 2; n=3) tidak divaksinasi dengan vaksin LPC, dan anak babi ini menunjukkan pembusukan MDA setelah 7 hari setelah kontak pertama dengan penyerang utama. Grup 1 (penyerbu utama) hidup bersama dengan Grup 2 dan 3 selama 10 hari (dari 7 hingga 17 DPE). Grup 2 kemudian dipindahkan ke Kamar 2 untuk dijadikan sebagai penyerbu sekunder melalui hidup bersama dengan Grup 4 (n=6) dari 17 menjadi 36 DPE. Grup 3 dipindahkan ke Kamar 4 untuk tinggal bersama dengan Grup 5 (n=3). Kelompok 4 dan 5 adalah anak babi dengan pembusukan MDA selama 17 hari setelah kontak pertama dengan penyerang sekunder. Komite Perawatan dan Penggunaan Hewan Institusional dari Lembaga Penelitian Kesehatan Hewan menyetujui percobaan hewan ini (nomor persetujuan A09007).

Gambar 1. Desain eksperimental.

Hewan-hewan dipantau setiap hari untuk melihat tanda-tanda klinis, dan setiap parameter diberi skor dari 0 hingga 3, mewakili normal hingga parah, menurut metode Mittelholzer [19]. Suhu rektal diukur, dan sampel darah, air liur, dan tinja dikumpulkan dua kali seminggu hingga 35 DPE. Sampel dianalisis untuk mengetahui jumlah CSFV dan antibodi anti-CSFV. Nekropsi dilakukan pada 18 DPE untuk Grup 1, pada 36 DPE untuk Grup 2 dan 3, dan pada 39 DPE untuk Grup 4 dan 5. Sampel lingkungan (misalnya usapan dari pagar, feses di lantai, bak pakan, dan air mancur minum) juga dianalisis untuk CSFV.

2.3. Transkripsi Terbalik Kuantitatif Reaksi Rantai Polimerase Real-Time (QRRT-PCR) dari CSFV

RNA virus dari sampel diekstraksi oleh QIAamp® Viral RNA Mini Kit (QIAGEN, Hilden, Jerman), dan dideteksi melalui reaksi rantai polimerase transkripsi balik kuantitatif (QRRT-PCR) [20]. QRRT-PCR digunakan untuk mendeteksi berbagai genotipe dan menguji secara kuantitatif jumlah CSFV sampel.

manfaat cistanche untuk pria-memperkuat sistem kekebalan tubuh

Klik di sini untuk melihat produk Cistanche Meningkatkan Imunitas

【Minta lebih lanjut】 Email:cindy.xue@wecistanche.com / Aplikasi WhatsApp: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692

2.4. NA Anti-CSFV

Pemanasan serum anak babi hingga suhu 56 ◦C komplemen yang tidak aktif memungkinkan deteksi anti-LPC dan TD/96 NAs. Singkatnya, 2-kali lipat sampel serum yang diencerkan secara serial, mulai dari 1:4, dicampur dengan 100 TCID50 strain LPC atau TD/96 dengan volume yang sama. Campuran diinkubasi pada suhu 37 ◦C selama 1 jam dan selanjutnya dipindahkan ke sel PK-15 di 96-pelat sumur. Setelah inkubasi selama 3 hari, sel difiksasi dan diwarnai untuk mendeteksi keberadaan antigen CSFV melalui uji fluoresensi tidak langsung. Titer penetral antibodi adalah log2 faktor pengenceran antibodi (kebalikan dari pengenceran) ketika 50% sumur terlindung dari infeksi.

2.5. Interferon Khusus CSFV (IFN)- -Mensekresi Sel

Untuk mengevaluasi imunitas yang dimediasi sel (CMI) anti-CSFV pada anak babi, dilakukan uji respons IFN spesifik CSFV ex vivo dari sel mononuklear darah tepi (PBMC). PBMC dari darah antikoagulan EDTA disentrifugasi pada 400× g dengan menggunakan Histopaque-1077 (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA). PBMC disuspensikan dalam medium RPMI 1640 (Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA) yang mengandung 10% (vol/vol) FBS yang dilemahkan dengan panas, 100 unit/mL penisilin G, 100 µg/mL strep tomisin, dan 0,25 µg/ mL amfoterisin B. Jumlah PBMC yang mensekresi IFN- -spesifik CSFV terdeteksi melalui uji ELISPOT enzimatik IFN-warna tunggal babi (CTL, Shaker Heights, OH, USA). Dalam 96-well plate, PBMC pada 5 × 106 sel/mL pada 100 µL per sumur dengan antibodi penangkap IFN babi dialokasikan ke kelompok tiruan (diinokulasi dengan media RPMI 1640), kelompok TD/96 (diinfeksi dengan 0,1 MOI), dan kelompok ConA (ditambah dengan 5 µg/mL concanavalin A; Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA), berfungsi sebagai kontrol positif. Stimulasi dupleks digunakan setiap kali. Setelah 48 jam stimulasi, lubang dicuci, antibodi yang terdeteksi IFN- -diikat, dan substrat diunggulkan. Bintik-bintik di setiap sumur disaring dan diuji menggunakan CTL Analyzer.

2.6. Imunohistokimia

Jaringan limfoid diperiksa melalui uji imunohistokimia dengan menggunakan sistem deteksi Super Sensitive Polymer HRP IHC (BioGenex, The Hague, The Netherlands) dan antibodi monoklonal 1C7A1 terhadap strain CSFV genotipe 2.1 [21]. Berkembangnya warna coklat menunjukkan adanya CSFV.

2.7. Statistik

Analisis varians dan uji jarak berganda Duncan digunakan untuk menentukan perbedaan yang signifikan secara statistik antar kelompok. Analisis data dilakukan dengan menggunakan SAS (SAS Institute, Cary, NC, USA). Nilai p yang kurang dari 0,05 menunjukkan signifikansi statistik.

3. Hasil

3.1. Tanda Klinis

Semua anak babi dalam keadaan sehat sebelum percobaan (Tabel 1). Anak babi Kelompok 1 adalah donor CSFV (penyerbu utama) dan diinokulasi dengan strain TD/96. Tanda-tanda klinis terkait demam dan CSFV di Grup 1 masing-masing terdeteksi pada 12 DPE dan 13 DPE, dengan skor yang terus meningkat dari 13-18 DPE yang mencapai puncaknya dengan skor 20 pada 18 DPE. Untuk anak babi di Grup 2 dan 3 yang tinggal bersama dengan donor CSFV, Grup 2, yang terdiri dari anak babi dengan MDA yang telah divaksinasi dengan vaksin LPC, dalam keadaan sehat dan tidak menunjukkan demam atau gejala klinis terkait CSFV selama percobaan. . Namun, babi di Grup 3, yang terdiri dari anak babi dengan MDA yang belum menjalani vaksinasi LPC, menunjukkan demam pada 23 DPE (16 hari pasca kontak pertama, DP1C), dan jumlah babi demam meningkat dari 23–36 DPE. Demam berkorelasi dengan tanda-tanda klinis terkait CSFV yang bermanifestasi pada 24 DPE (17 DP1C). Meskipun satu anak babi (8138) menunjukkan tanda-tanda klinis ringan (skor di bawah 5), dua anak babi lainnya secara klinis memburuk pada 24-36 DPE, dengan skor mereka berkisar antara 12 dan 16. Anak babi 8136 dari Grup 3 mati pada 29 DPE. Anak babi Kelompok 4 yang melakukan kontak (hidup bersama) dengan anak babi Kelompok 2 juga sehat dan tidak mengalami demam atau gejala klinis terkait CSFV selama masa percobaan. Anak babi Grup 5 yang melakukan kontak dengan Grup 3 menunjukkan demam pada 27 DPE (10 hari pasca kontak kedua, DP2C) dan tanda-tanda klinis terkait CSFV pada 30 DPE (13 DP2C). Jumlah anak babi yang menderita demam dan skor klinis di Grup 5 meningkat seiring waktu; skor pada 39 DPE adalah 21 ± 1,4, berkisar antara 19 dan 22.

Tabel 1. Persentase anak babi yang demam pada masing-masing kelompok selama masa percobaan.

Berdasarkan parameter klinis, keberadaan MDA saja (Grup 3) tidak dapat melindungi anak babi dari penularan kontak yang disebabkan oleh penyerang utama (Grup 1). Dosis tunggal vaksin LPC selain MDA (Kelompok 2; yaitu, praktik yang diterapkan secara luas) memberikan perlindungan dari penularan kontak yang disebabkan oleh penyerang utama (Kelompok 1; Tabel 1). Praktik vaksinasi yang diterapkan secara luas juga menguntungkan anak babi yang diinvasi kedua (misalnya, Kelompok 4, yang hanya mendapat pengobatan massal (MDA) namun bebas demam dan tanda-tanda klinis). Secara klinis, situasi di Grup 5 (anak babi dengan penularan kontak yang disebabkan oleh penyerbu sekunder) merekapitulasi situasi di Grup 3 (penularan kontak yang disebabkan oleh penyerbu primer).

3.2. Viremia CSFV

Strain CSFV TD/96 tidak terdeteksi dalam darah anak babi mana pun sebelum percobaan (Gambar 2A dan 3A). Setelah inokulasi TD/96, viremia TD/96 pada anak babi Kelompok 1 terdeteksi pertama kali pada 10 DPE (3 hari pasca inokulasi, POI) dan terus terdeteksi hingga 17 DPE. Beban CSFV meningkat dari 101,2 TCID50/mL pada 10 DPE menjadi 106,4 TCID50/mL pada 17 DPE. Di Grup 2, yang terdiri dari anak babi dengan vaksinasi LPC yang hidup bersama dengan penyerang utama, viremia TD/96 terdeteksi hanya pada satu anak babi (8134) dari 21–35 DPE. Beban CSFV dalam darah Piglet 8134 mencapai puncaknya (104,9 TCID50/mL) pada 24 DPE dan kemudian menurun menjadi 101,7 TCID50/mL pada 35 DPE. Di Grup 3, yang terdiri dari anak babi tanpa vaksinasi LPC yang hidup bersama dengan penyerang utama, viremia TD/96 pertama kali terdeteksi pada 66,7% (2/3) anak babi pada 21 DPE (14 DP1C), dan semuanya positif pada 24 DPE. Namun, Piglet 8138 negatif untuk viremia TD/96 dari 28–35 DPI (Gambar 2A). Di Grup 4, terdiri dari anak babi yang tinggal bersama Grup 2 di Kamar 2, viremia TD/96 tidak terdeteksi selama masa percobaan. Semua anak babi di Grup 5, yang terdiri dari anak babi yang pernah kontak dengan Grup 3, positif viremia TD/96 dari 31–35 DPE. Beban CSFV berkisar antara 105,1 dan 106,7 TCID50/mL pada 35 DPE (Gambar 3A). Pada Grup 2 dan 3, kehadiran MDA menunda deteksi pertama viremia hingga 10 DP1C (yakni, anak babi tetap tidak menunjukkan gejala hingga 17 DPE; Tabel 1) dengan penyerang primer, dibandingkan dengan hari ke 3 POI pada Grup 1 pada kelompok akut. fase. Tambahan dosis tunggal vaksin LPC (Kelompok 2) mengurangi persentase babi yang viremik sebesar 83% (Gambar 2A). Demikian pula, tambahan dosis tunggal vaksin LPC mengurangi viral load dalam darah dari 28–35 DPE (Gambar 3A). Vaksinasi LPC pada Grup 2 juga memberikan manfaat pada anak babi Grup 4 yang kemudian mereka tinggali bersama (invasi kedua), meskipun salah satu dari anak babi Grup 2 mengalami viremia sementara (Gambar 2A) dan air liur (Gambar 2B) serta kotoran yang keluar (Gambar 2C) dari TD /96. Perubahan status viremik ini berkorelasi dengan perubahan yang ditentukan berdasarkan parameter klinis (Bagian 3.2), meskipun deteksi laboratorium lebih sensitif.

Gambar 2. Jumlah (persentase) anak babi positif TD/96 yang terdeteksi melalui QRRT-PCR [20] dari (A) darah, (B) air liur, dan (C) kotoran anak babi di masing-masing kelompok selama masa percobaan. Ironisnya, anak babi Grup 1 diinokulasi dengan TD/96 pada 7 DPE dan berperan sebagai donor CSFV (yaitu, penyerbu utama) untuk Grup 2 dan 3. Anak babi di Grup 2 yang menjalani vaksinasi LPC pada 0 DPE dan anak babi di Grup 3 yang menjalani vaksinasi LPC pada 0 DPE dan anak babi di Grup 3 yang menjalani vaksinasi LPC pada 0 DPE tidak menjalani vaksinasi LPC yang tinggal bersama dengan anak babi Grup 1 dari 7–17 DPE. Anak babi di Grup 4 dan 5 hidup bersama dengan anak babi di Grup 2 dan 3 (yaitu, penyerbu sekunder), masing-masing, dari 17–36 DPE.

Gambar 3. Jumlah CSFV terdapat pada (A) darah, (B) air liur, dan (C) kotoran anak babi di setiap kelompok.

3.3. Pengeluaran CSFV di Air Liur

Strain CSFV TD/96 tidak terdeteksi dalam air liur anak babi mana pun sebelum percobaan (Gambar 2B dan 3B). Air liur anak babi kelompok 1 pertama kali positif TD/96 pada 14 DPE (7 DP1C), dan berlanjut hingga 17 DPE. Beban CSFV meningkat dari 105,8 TCID50/mL pada 14 DPE menjadi 107,6 TCID50/mL pada 17 DPE. Khususnya, pada anak babi Kelompok 2 yang telah divaksinasi LPC dan hidup bersama dengan donor CSFV, TD/96 pertama kali terdeteksi pada 66,7% (4/6) sampel air liur pada 14 DPE (7 DP1C), yang menjadi negatif kemudian. Kemudian, anak babi lainnya (1/6, Piglet 8134 dengan viremia TD/96; Gambar 2A), mengeluarkan TD/96 dalam air liurnya dari 21–24 DPE pada 101,2 dan 102,7 TCID50/mL, tingkat yang lebih rendah dibandingkan anak babi yang disebutkan di atas. . Di Grup 3 dengan anak babi yang hanya diberi MDA dan tanpa vaksinasi LPC yang tinggal bersama dengan donor CSFV, TD/96 awalnya terdeteksi pada 66,7% (2/3) sampel air liur di 21 DPE, dan semua sampel air liur positif pada 24DPE. Di Grup 4 yang terdiri dari anak babi yang tinggal bersama dengan anak babi di Grup 2, TD/96 tidak terdeteksi dalam sampel air liur selama percobaan, sedangkan di Grup 5, terdiri dari anak babi yang tinggal bersama dengan anak babi di Grup 3, semua sampel air liurnya positif. TD/96 dari 24–35 DPE. Beban CSFV meningkat seiring waktu dan berkisar antara 105,9 hingga 107,3 ​​TCID50/mL sebesar 35 DPE. Sebanyak empat per enam anak babi di Grup 2 (dengan vaksinasi LPC dosis tunggal) memiliki air liur TD/96-positif pada 14 DPE sebelum viremia. CSFV terdeteksi lebih awal pada anak babi Grup 2 yang telah melakukan kontak dengan anak babi Grup 1 selama pelepasan TD/96. Seekor anak babi (Piglet 8134) di Grup 2 kemudian menunjukkan pelepasan sementara 21-24 DPE, yang lebih mungkin mewakili replikasi CSFV di kelenjar ludah setelah viremia. Berdasarkan perbandingan antara Kelompok 2 dan 3, vaksinasi LPC menurunkan pelepasan CSFV.

3.4. Pengeluaran CSFV dalam Kotoran

Strain CSFV TD/96 tidak terdeteksi pada kotoran anak babi mana pun sebelum percobaan (Gambar 2C dan 3C). Feses anak babi kelompok 1 positif TD/96 mula-mula pada 14 DPE (7 DPIC), kemudian berlanjut hingga 17 DPE. Beban CSFV meningkat dari 105,1 TCID50/g pada 14 DPE menjadi 108,8 TCID50/mL pada 17 DPE. Di Grup 2, terdiri dari anak babi dengan vaksinasi LPC yang hidup bersama dengan donor CSFV Grup 1, hanya Piglet 8134 yang ditumpahkan sementara pada 24 DPE (17 DPIC), sedangkan semua anak babi lainnya di Grup 2 negatif. Di Grup 3, terdiri dari anak babi tanpa vaksinasi LPC yang hidup bersama dengan donor CSFV, dua pertiga anak babi (semuanya kecuali Piglet 8138) positif antara 21 (14 DP1C) dan 35 DPE, selama waktu tersebut jumlah CSFV meningkat dari 105,1 TCID50/g pada 21 DPE hingga 107,5 TCID50/mL pada 31 DPE. Namun, sampel tinja Piglet 8138 dengan viremia TD/96 sementara tidak positif untuk TD/96. Di Grup 4, yang terdiri dari anak babi yang tinggal bersama dengan anak babi di Grup 2, semua sampel tinja negatif untuk TD/96 selama periode percobaan. Di Grup 5, yang terdiri dari anak babi yang hidup bersama dengan Grup 3, jumlah sampel tinja TD/96-positif meningkat seiring waktu dari 24–35 DPE, dan muatannya berkisar antara 105,7 hingga 107,2 TCID50/g pada 35 DPE . Di Grup 5, deteksi pertama terjadi pada 24 DPE (7 DP2C), serupa dengan Grup 1 (14 DPE), dan profil keseluruhannya sejajar dengan viremia (Gambar 2A), menunjukkan bahwa CSFV bereplikasi secara lokal setelah viremia. . Sebagaimana dirinci dalam Bagian 3.3 dan 3.4, feses dan air liur merupakan sarana utama penularan kontak CSFV.

cistanche tubulosa-meningkatkan sistem kekebalan tubuh

3.5. Beban CSFV di Jaringan Diperoleh melalui Nekropsi

Jaringan anak babi donor CSFV Grup 1 dan anak babi di Grup 3 dan 5 yang hidup bersama adalah positif TD/96 (Tabel 2). Beban TD/96 pada jaringan anak babi Grup 1 berkisar antara 103,76 dan 109,37 TCID50/g. Di Grup 5, terdiri dari anak babi yang melakukan kontak dengan anak babi di Grup 3, TD/96 terdeteksi di semua anak babi dan didistribusikan ke seluruh jaringan, dengan beban lebih tinggi pada organ hematolimfoid (amandel, kelenjar getah bening, dan limpa) dan organ tersebut. dengan suplai darah yang lebih melimpah (hati, paru-paru, jantung, dan ginjal), seperti disajikan pada Gambar 2A, C. Beban TD/96 tertinggi terdapat pada jaringan limfoid (lebih dari 109,0 TCID50/g). Sebaliknya, jaringan nonhematolimfoid dari anak babi yang hidup bersama di Grup 2 dan 4, kecuali Piglet 8134 dari Grup 2, yang memiliki viremia TD/96 sementara, memiliki TD/96 tingkat rendah yang positif hanya pada darah, amandel, dan kelenjar getah bening inguinalis. , dan kelenjar getah bening submaksila, dengan kadar berkisar antara 101,65 dan 103,78 TCID50/g. Di Grup 3, terdiri dari anak babi tanpa vaksinasi LPC yang telah melakukan kontak dengan donor CSFV Grup 1, TD/96 terdeteksi di seluruh jaringan dua dari tiga anak babi (kecuali Piglet 8138). Piglet 8138 dari Grup 3, yang memiliki viremia TD/96 sementara, memiliki TD/96 pada amandel, kelenjar getah bening submaksila, dan kelenjar getah bening bronkial, meskipun viral loadnya lebih rendah dari rata-rata, berkisar antara 103,08 dan 104,69 TCID50/mL.

Tabel 2. Beban CSFV terdeteksi di berbagai jaringan anak babi melalui CSFV QRRT-PCR

3.6. CSFV di Lingkungan Eksperimental

Pagar, feses di lantai, feed trough, dan air mancur minum masing-masing ruang percobaan diuji TD/96 melalui QRRT-PCR (Tabel 3). TD/96 terdeteksi pada 14 dan 17 DPE dalam kotoran di lantai Ruang 12, dimana donor CSFV Grup 1 tinggal bersama dengan anak babi di Grup 2 dan 3. Pagar, bak pakan, dan air mancur minum semuanya dinyatakan negatif. Sampel dari Ruang 2 tempat Kelompok 2 dan 4 tinggal bersama semuanya negatif dari 21–35 DPE. TD/96 terdeteksi pertama kali pada feses lantai Ruang 4 (Kelompok 3 dan 5) pada 24 DPE. Selanjutnya, TD/96 terdeteksi di pagar, feed trough, dan air mancur minum Ruang 4 dari 28–35 DPE. Hasil ini menunjukkan bahwa feses (yang berpotensi terdapat di semua jenis sampel lingkungan) dan air liur (yang kemungkinan besar terdapat dalam sampel bak pakan dan air mancur minum) merupakan sarana utama penularan melalui kontak. Penularan virus sementara pada anak babi di Grup 2 (Gambar 2 dan 3) tidak dimasukkan ke dalam Ruang 2, tempat mereka tinggal bersama dengan anak babi di Grup 4.

Tabel 3. CSFV memuat sampel lingkungan dari ruang percobaan.

3.7. IFN Khusus CSFV- -Mensekresi PBMC

Sel-sel yang mensekresi IFN- -spesifik CSFV diperiksa dalam PBMC anak babi di Grup 2 hingga 5 antara 7 dan 35 DPE (Gambar 4). Pada anak babi di Grup 2, jumlah sel yang mensekresi IFN- -, meskipun frekuensinya kurang dari 0.1% dari PBMC, secara signifikan lebih tinggi dibandingkan dengan di Grup 3, 4, dan 5. antara 7 dan 35 DPE. Jumlah sel yang mensekresi IFN- -di Piglet 8134 dari Grup 2, yang memiliki viremia TD/96 sementara dalam jangka waktu yang sama (Gambar 2A), berkorelasi dengan jumlah yang jauh lebih rendah yaitu 56 (21 DPE) dan 62 (28 DPE; rata-rata kelompok Lebih besar atau sama dengan 116); Namun, angka tersebut mencapai rata-rata kelompok sebesar 35 DPE. Jumlah sel yang mensekresi IFN- -spesifik CSFV di Grup 3, 4, dan 5 tidak berbeda secara signifikan.

Gambar 4. Sel yang mensekresi IFN- -spesifik CSFV diperiksa dalam PBMC anak babi di Grup 2 hingga 5 antara 7 dan 35 DPE. Anak babi di Grup 2 dengan vaksinasi LPC di 0 DPE dan anak babi di Grup 3 tanpa vaksinasi LPC hidup bersama dengan anak babi donor CSFV Grup 1 dari 7 hingga 17 DPE. Anak babi di Grup 4 dan 5 hidup bersama dengan anak babi di Grup 2 dan 3, masing-masing, dari 17 hingga 35 DPE. Nilai dengan huruf superskrip yang berbeda, a dan b, menunjukkan perbedaan yang signifikan secara statistik (p < 0,05) satu sama lain. Tidak ada perbedaan signifikan antara nilai yang mengandung huruf yang sama

3.8. NA Anti-CSFV

NA anti-CSFV dalam serum anak babi dihasilkan sebagai respons terhadap strain LPC (Gambar 5A) atau strain TD/96 (Gambar 5B). NA Anti-CSFV tidak terdeteksi pada donor CSFV Grup 1 antara 7 dan 17 DPE. Serum anak babi di Grup 2 hingga 5 pada {{10}} DPE menunjukkan titer berkisar antara 5 dan 7 log2 (antara 32- dan 128-kali lipat). Setelah anak babi Kelompok 2 divaksin dengan vaksin LPC dan dikohabitasi dengan donor CSFV, rata-rata titernya tidak mengalami penurunan antara 0 dan 28 DPE. Karena peningkatan NA anti-LPC di Piglet 8134 dari 31–35 DPE, rata-rata titer Grup 2 meningkat secara signifikan. Pada anak babi Kelompok 3 tanpa vaksinasi LPC yang hidup bersama dengan donor CSFV, rata-rata titernya menurun secara bertahap antara 0 dan 28 DPE. Ketika titer Piglet 8138 meningkat secara bertahap antara 21 dan 35 DPE, rata-rata titer Grup 3 sebaliknya meningkat antara 31 dan 35 DPE. Rata-rata titer Grup 4 dan 5 menurun seiring berjalannya waktu. Secara umum, profil anti-TD/96 NA dari masing-masing kelompok sejajar dengan profil anti-LPC NA, meskipun rata-rata anti-TD/96 NA adalah antara 1,3 dan 3,7 log2 (kira-kira 2–12-kali lipat; Gambar 5B), yang lebih rendah dari rata-rata anti-LPC NA.

Gambar 5. NA anti-LPC (A) atau TD/96 (B) dalam serum anak babi di setiap kelompok selama periode percobaan. Ironisnya, anak babi Grup 1 diinokulasi dengan TD/96 pada 7 DPE dan berperan sebagai donor CSFV (yaitu, penyerbu utama), kemudian hidup bersama dengan anak babi Grup 2 dan 3 dari 7 hingga 17 DPE. Anak babi Kelompok 2 menerima vaksinasi LPC di 0 DPE, dan anak babi Kelompok 3 tidak menerima vaksinasi LPC. Anak babi di Grup 4 dan 5 hidup bersama dengan anak babi di Grup 2 dan 3, masing-masing, dari 17 hingga 35 DPE.

Perkiraan waktu paruh MDA yang berasal dari titer antibodi anak babi Grup 4 yang ditransfer melalui kolostrum babi yang divaksinasi LPC adalah 10,7 hari (Gambar 5A). Perkiraan ini didukung oleh demam negatif dan tanda-tanda klinis (Tabel 1), viremia negatif, air liur, dan viral load tinja (Gambar 2 dan 3), dan jaringan (Tabel 2; lihat Bagian 3.9) dan sampel lingkungan (Tabel 3 ) dari anak babi Kelompok 4, yang menunjukkan bahwa mereka belum terinfeksi virus TD/96 selama masa percobaan.

3.9. Imunohistokimia Mendeteksi Sinyal Antigen CSFV pada Sampel Jaringan Nekropsi

Sinyal CSFV TD/96 terdeteksi di jaringan limfoid donor CSFV Grup 1 (Gambar 6I), dari satu anak babi di Grup 2 (Piglet 8134, yang memiliki muatan CSFV dalam darahnya berada pada level tertinggi 104,9 TCID50 (Gambar 6J). Sinyal CSFV TD/96 yang kuat didistribusikan secara luas di amandel, limpa, dan kelenjar getah bening anak babi di Grup 1, 3 (kecuali Piglet 8138), dan 5. Untuk Piglet 8134 (Grup 2) dengan viremia TD/96 sementara , sinyal TD/96-positif yang tersebar sebagian besar terletak di daerah parenkim amandel, medula kelenjar getah bening inguinalis, dan kelenjar getah bening submaksila (Gambar 6A–D), yang konsisten dengan hasil viral load kuantifikasi jaringan ini (Tabel 2). Morfologi dan distribusi sel TD/96-positif sangat makrofag. Pada Piglet 8138 (Grup 3) dengan viremia TD/96 sementara, jumlah dan distribusi sinyal positif TD/96-(Gambar 6E–H) serupa dengan yang ada pada Piglet 8134.

Gambar 6. Antigen CSFV pada jaringan limfoid ditandai dengan antibodi monoklonal 1C7A1. Kelenjar getah bening (A, B) dan amandel (C, D) dari Piglet 8134 (Grup 2), yang memiliki viremia TD/96 sementara, menunjukkan sinyal TD/96-positif berwarna coklat. Kelenjar getah bening (E, F) dan amandel (G, H) dari Piglet 8138 (Grup 3), yang memiliki viremia TD/96 sementara, menunjukkan sinyal TD/96-positif berwarna coklat. Kelenjar getah bening (I) dari Piglet 8150 (Grup 1) menyajikan sinyal TD/96-positif berwarna coklat di parakorteks. Kelenjar getah bening (J) dari Piglet 8146 (Grup 4) negatif untuk TD/96

Pada Piglet 8134 (Grup 2) dan Piglet 8138 (Grup 3), keduanya dengan viremia tingkat rendah sementara (Gambar 2A dan 3A; Tabel 2), antigen CSFV masih terdeteksi di makrofag jaringan amandel (Gambar 6A–H) , yang sekali lagi menunjukkan bahwa amandel adalah jaringan yang ideal untuk diagnosis CSFV.

4. Diskusi

Vaksinasi sangat penting untuk pencegahan dan pengendalian CSF di daerah endemik CSF. Praktik yang diterapkan secara luas adalah memberikan MDA kepada neonatus melalui kolostrum babi yang divaksinasi dan kemudian memberikan dosis tunggal MLV (seperti LPC) ketika anak babi berusia 3 hingga 6 minggu; prosedur ini digunakan untuk Kelompok 2 dalam penelitian ini (Gambar 1). Banyak faktor, termasuk kualitas vaksin, prosedur program vaksinasi (misalnya jadwal, jenis, dan rute), serta tingkat MDA dan status kesehatan babi (termasuk variasi individu), dapat mempengaruhi kemanjuran vaksinasi CSFV, sehingga mengurangi perlindungan terhadap infeksi [14– 16]. Dalam penelitian ini, meskipun anak babi di Grup 2 dan 3 memiliki kadar MDA yang tinggi yaitu 1:32–128- kali lipat pada 7 DPE (Gambar 5A; yaitu, 0 DP1C dengan donor CSFV Grup 1; Gambar 1), MDA memperlambat perkembangan infeksi, seperti yang ditunjukkan oleh munculnya viremia yang terlambat pada 10 DP1C (Kelompok 2 dan 3; Gambar 2A). Hal ini menyebabkan anak babi tidak menunjukkan gejala (Tabel 1), meskipun beberapa anak babi masih mengeluarkan virus melalui air liur dan kotorannya (Gambar 2B, C). Penyebaran virus yang terjadi sesekali di Grup 2 ini mewakili variasi individu dalam status kesehatan kelompok atau respons imun yang dianalisis dalam penelitian ini. MDA sendiri hanya dapat memberikan perlindungan parsial sebelum replikasi virus terjadi di darah dan jaringan. Tingkat anti-CSFV TD/96 NA tidak dikonversi secara positif setelah vaksinasi LPC (Gambar 5B), bahkan setelah anak babi hidup bersama dengan penyerbu utama Grup 1. Hal ini mungkin terjadi karena tingkat MDA memang mengganggu kemanjuran MLV dan karena sifat imunosupresif dari invasi CSFV TD/96.

cistanche tubulosa-meningkatkan sistem kekebalan tubuh

Titer NA dan CMI anti-CSFV yang diwakili oleh jumlah sel yang mensekresi IFN- -spesifik CSFV berkaitan erat dengan perlindungan babi terhadap infeksi CSFV [17,22-24]. Piglet 8134 (Grup 2), dengan tingkat NA anti-CSFV yang rendah dan jumlah sel yang mensekresi IFN spesifik CSFV yang rendah setelah inokulasi MLV (Gambar 4 dan 5), menunjukkan viremia dan pelepasan CSFV sementara setelah kontak dengan CSFV donor (Gambar 2 dan 3). Sebaliknya, anak babi lain di Grup 2, dengan NA anti-CSFV yang rendah tetapi sel yang mensekresi IFN spesifik CSFV yang relatif tinggi setelah inokulasi MLV, tidak terinfeksi CSFV, bahkan setelah tinggal bersama dengan donor CSFV selama 10 hari . Selain itu, meskipun Piglet 8138 (Grup 3) memiliki titer anti-LPC NA yang tinggi (lebih dari 128-kali lipat) tanpa vaksinasi MLV dan dengan sel yang mensekresi IFN- -spesifik CSFV yang minimal, ia juga menunjukkan CSFV sementara viremia setelah hidup bersama dengan donor TD/96 tetapi bebas CSFV pada akhir periode percobaan. Anak babi lainnya di Grup 3, dengan tingkat anti-LPC NA yang rendah (lebih rendah dari 64-kali lipat) dan tanpa vaksinasi MLV, menunjukkan tanda-tanda klinis parah terkait CSFV, lesi, dan beban jaringan CSFV yang tinggi, yang mengakibatkan kematian. Perbandingan hasil pada Kelompok 2 dan 3, yang memiliki titer dan profil anti-CSFV serupa (Gambar 5), menunjukkan bahwa CMI merupakan faktor kunci dalam pembersihan dan pemulihan virus. Anak babi Kelompok 2 memiliki CMI lebih banyak (Gambar 4), yang konsisten dengan skor klinis gratis (Tabel 1) dan semua parameter yang diuji (Gambar 2, Gambar 3, dan Gambar 6).

Khususnya, di Grup 2 dan kelompok lainnya, tingkat CMI tidak meningkat secara nyata (dan hanya pada frekuensi yang lebih rendah dari 0,1% dari PBMC) selama periode percobaan (Gambar 4), meskipun anak babi mengalami peningkatan yang signifikan (Gambar 4). paparan terus-menerus terhadap pelepasan virus dari donor CSFV Grup 1 dan anak babi Grup 3 dari 7–17 DPE (Gambar 2 dan 3). Frekuensi rendah sel yang mensekresi IFN- -kemungkinan mencerminkan hal berikut: (1) sifat imunosupresif CSFV, (2) gangguan MDA, dan (3) keterbatasan teknis pengujian yang kami lakukan. Oleh karena itu, menentukan rentang waktu yang sesuai dimana tingkat MDA cukup rendah untuk menghindari gangguan namun cukup tinggi untuk memberikan perlindungan awal dan meningkatkan anti-CSFV CMI sangat penting untuk meningkatkan kekebalan kelompok.

Untuk anak babi Kelompok 2 yang diobati dengan prosedur vaksinasi yang diterapkan secara luas, pelepasan CSFV dalam air liur dan feses terjadi dalam waktu singkat (Gambar 2) pada beban CSFV yang rendah (Gambar 3); dengan demikian, anak babi di Grup 4 (hanya dengan MDA) memblokir penularan CSFV ke Grup 4, seperti yang ditunjukkan oleh hasil negatif CSFV dari sampel lingkungan yang dikumpulkan dari Kamar 2 (Tabel 3), kurangnya demam dan tanda-tanda klinis (Tabel 1 ), dan tidak adanya keluarnya air liur dan tinja serta viremia (Gambar 2 dan 3) selama hidup bersama. Namun, pembawa CSFV yang tidak menunjukkan gejala di Grup 2 mungkin merupakan penyebab yang tidak terdeteksi di lapangan.

Respon imun dapat diinduksi dengan cepat dan terus-menerus pada anak babi dengan SPF yang divaksinasi dengan MLV. Respon imun seluler dan humoral pada anak babi yang divaksinasi MLV paling cepat terlihat pada hari ke 5 dan 12 setelah vaksinasi [14-16,22]. Ketika MLV digunakan pada ternak komersial, MDA mengurangi kemanjuran MLV. Dalam penelitian ini, CMI anak babi Kelompok 2 dengan tingkat MDA yang besar meningkat dengan cepat pada 0 DP1C (7 DPE; Gambar 4; yaitu, jauh lebih cepat dibandingkan pada babi SPF tanpa MDA), meskipun tidak ada antibodi maupun CMI yang meningkat. profil berubah secara dramatis (Gambar 4 dan 5). Peningkatan cepat sebesar 7 DPE (Gambar 4) setelah vaksinasi LPC menunjukkan bahwa kolostrum dapat menyediakan komponen imunologi lain, selain MDA, yang menginduksi respons seperti anamnestik.

NA Anti-CSFV biasanya digunakan untuk mengevaluasi kemanjuran vaksin dan untuk melakukan survei infeksi CSFV pada ternak. Menurut strain CSFV, titer NA anti-CSFV terhadap strain homolog (misalnya, LPC dari genotipe 1.1) lebih tinggi dibandingkan terhadap strain heterogen (misalnya, TD/96 dari genotipe 2.1) dan, dalam penelitian ini, adalah log2 1.3 hingga 3,7 (Gambar 5A) lebih tinggi dibandingkan dengan strain TD/96 (Gambar 5B) [14]. Perbedaan titer NA yang serupa juga diamati pada strain virus sindrom reproduksi dan pernapasan babi (PRRSV) yang berbeda dan SARS-CoV-2 [25,26]. Karena MDA merupakan faktor interferensi penting terhadap kemanjuran MLV, jadwal vaksinasi optimal untuk inokulasi MLV pada anak babi adalah ketika MDA anak babi tersebut lebih rendah dari 1:{20}}kali lipat titer anti-LPC NA. Oleh karena itu, waktu vaksinasi MLV yang optimal dalam penelitian ini adalah pada 28 DPE, yang konsisten dengan perkiraan kami bahwa waktu paruh MDA adalah 10,7 hari (Kelompok 2; Gambar 5A) dan serupa dengan hasil analisis obat anti-MLV. Titer LPC NA pada Grup 4 dan 5. Paradoksnya, tingkat titer anti-CSFV NA yang 32-kali lipat (kira-kira setara dengan 1:128-lipatan titer NA anti-LPC) dianggap sebagai indeks pelindung untuk Infeksi CSFV [17]. Sebagian besar anak babi di Grup 4 dan 5 memiliki titer anti-TD/96 NA kurang dari 1:32-kali lipat dari 7 DPE dan seterusnya. Oleh karena itu, periode jendela ketika tingkat MDA cukup rendah sehingga tidak mengganggu vaksinasi MLV namun cukup tinggi untuk memberikan perlindungan adalah sempit, sedangkan jendela untuk risiko infeksi CSFV sangat luas. Jangka waktu yang sesuai untuk vaksinasi MLV dapat diperpanjang hanya jika MLV dihasilkan dari strain homolog, yang biasanya tidak tersedia di sebagian besar wilayah endemik CSFV.

Kekebalan kelompok berkorelasi negatif dengan penyebaran patogen dalam pencegahan dan pengendalian penyakit. Peningkatan kekebalan kelompok dapat mengurangi kerentanan terhadap infeksi dan besarnya pelepasan patogen dalam kelompok [27,28]. Vaksinasi umumnya digunakan sebagai alat langsung dan cepat untuk meningkatkan kekebalan kelompok. Meningkatkan cakupan kekebalan kelompok melalui imunisasi vaksin untuk mengurangi penyebaran patogen telah terbukti efektif untuk mengendalikan PRRSV, porcine circovirus tipe 2, CSFV, virus pseudorabies, dan SARS-CoV-2 [29–36]. Dalam studi CSFV, pemberian vaksin subunit MLV dan E2 juga mengurangi penularan CSFV pada ternak [14-16,22,32]. Dalam penelitian ini, meskipun beberapa anak babi yang divaksinasi MLV menunjukkan viremia dan pelepasan CSFV sementara (Kelompok 2 dan 3; Gambar 2 dan 3), inokulasi MLV tidak hanya memberikan perlindungan menyeluruh pada babi yang divaksinasi tetapi juga memastikan bahwa strain TD/96 tidak menular dari penyerang utama (Grup 1) ke kelompok penyerang sekunder (Grup 4). Sebaliknya, TD/96 menyebar dari donor CSFV Grup 1 ke Grup 3 (tanpa vaksinasi MLV) dan ke Grup 5, menunjukkan bahwa vaksinasi MLV terhadap CSFV dapat memblokir penularan CSFV, sehingga meningkatkan kemungkinan pemberantasan CSFV dengan mengurangi nilai infeksi CSFV. nomor reproduksi dasar (R0) dari patogen [28]. Cakupan vaksin yang lebih luas diperlukan untuk memberantas penyakit dengan patogen R0 tinggi. R0 CSFV dikaitkan dengan virulensi strain dan dosis inokulasi CSFV. Tingkat patogen R0 pada dosis inokulasi sedang dan dosis inokulasi tinggi dari strain yang cukup virulen dan dosis inokulasi rendah dari strain yang sangat virulen jauh lebih tinggi dibandingkan dengan dosis inokulasi tinggi dari strain yang virulensinya rendah ketegangan [13]. Hasil ini menunjukkan bahwa diperlukan cakupan imunitas kelompok yang lebih luas di daerah endemis CSF dengan strain CSFV yang sedang atau sangat ganas.

Sel garis keturunan monosit-makrofag adalah sel tropisme CSFV yang berperan dalam transmisi CSFV [37-39]. Dalam penelitian ini, anak babi yang sembuh dalam keadaan sehat dan tidak menunjukkan gejala; namun, CSFV dapat terus-menerus menginfeksi dan bersembunyi di jaringan limfoid (Gambar 6), sehingga menghindari pembersihan kekebalan; ini juga mendukung penggunaan jaringan limfoid sebagai spesimen ideal untuk diagnosis. Infeksi virus yang persisten juga telah diamati pada CSFV, human immunodeficiency virus tipe 1, dan virus pernapasan syncytial [40-42]. CSFV memiliki kapasitas untuk mengubah ekspresi sitokin, reseptor sitokin, kemokin, interferon, dan reseptor mirip tol dalam makrofag, yang mencerminkan sifat imunosupresifnya dan hampir tidak aktifnya antibodi (Gambar 5) dan profil CMI (Gambar 4) dari makrofag. babi percobaan, meskipun mereka terus-menerus terpapar CSFV yang dikeluarkan melalui air liur dan kotoran penyerbu primer (Kelompok 1) dan sekunder (Kelompok 3). Imunoregulasi babi setelah infeksi CSFV melibatkan peningkatan proinflamasi (IL-1, IL-6, IL-8, dan MCF) dan faktor antivirus (IFN- dan ) [43]. Namun, mekanisme yang berkembang dan infeksi CSFV yang persisten masih belum jelas.

manfaat cistanche untuk pria-memperkuat sistem kekebalan tubuh

5. Kesimpulan

MDA yang diikuti dengan vaksinasi MLV dapat meningkatkan kekebalan, khususnya CMI, sehingga memungkinkan pembersihan dan pemulihan virus. Meskipun beberapa anak babi yang divaksinasi MLV memiliki viremia tingkat rendah sementara dan pelepasan virus dalam air liur dan kotorannya, penularan CSFV ke pihak ketiga (Kelompok 4) dapat diblokir melalui vaksinasi MLV, sehingga mengurangi R0 CSFV dan meningkatkan kemungkinan pemberantasan CSF.

Referensi

1. WOAH. Bab 15.2: Infeksi virus demam babi klasik. Dalam Kode Kesehatan Hewan Terestrial; WOAH: Paris, Prancis, 2022.

2. Gangga, L.; Crooke, SDM; Bohorquez, JA; Postel, A.; Sakoda, Y.; Becher, P.; Ruggli, N. Virus demam babi klasik: Masa lalu, sekarang dan masa depan. Res Virus. 2020, 289, 198151. [CrossRef] [PubMed]

3. WOAH (Sistem Informasi Kesehatan Hewan Dunia). Demam Babi Klasik: Status Penyakit Resmi. Tersedia online: www.woah. org/en/disease/classical-swine-fever/#ui-id-2 (diakses pada 1 September 2022).

4. Sawai, K.; Nishi, T.; Fukai, K.; Kato, T.; Hayama, Y.; Yamamoto, T. Analisis filogenetik dan filodinamik wabah virus demam babi klasik di Jepang (2018–2020). Lintas batas. Muncul. Dis. 2022, 69, 1529–1538. [Ref Silang] [PubMed]

5. De Oliveira, LG; Gatto, IRH; Mechler-Dreibi, ML; Almeida, HMS; Sonálio, K.; Storino, GY Prestasi dan tantangan pemberantasan demam babi klasik di Brazil. Virus 2022, 12, 1327. [CrossRef] [PubMed]

6. Zhu, X.; Liu, M.; Wu, X.; Bu, W.; Zhao, X. Analisis filogenetik isolat virus demam babi klasik dari Tiongkok. Lengkungan. virus. 2021, 166, 2255–2261. [Ref Silang] [PubMed]

7. Lindenbach, BD; Thiel, HJ; Rice, CM Flaviviridae: Virus dan replikasinya. Dalam Fields Virology, edisi ke-5; Knipe, DM, Howley, PM, Griffin, DE, Eds.; Lippincott Williams & Wilkins: Philadelphia, PA, AS, 2007; hal.1101–1152.

8. Paton, DJ; McGoldrick, A.; Greiser-Wilke, saya.; Parchariyanon, S.; Lagu, JY; Liu, PP; Stadejek, T.; Lowing, JP; Bjorklund, H.; Belak, S. Tipe genetik virus demam babi klasik. Dokter hewan. Mikrobiol. 2000, 73, 137–157. [Ref Silang] [PubMed]

9. Depner, KR; Hinrichs, U.; Bickhardt, K.; Greiser-Wilke, saya.; Pohlenz, J.; Moennig, V.; Liess, B. Pengaruh faktor yang berhubungan dengan ras terhadap perjalanan infeksi virus demam babi klasik. Dokter hewan. Rek. 1997, 140, 506–507. [Referensi Silang]

10. Floegel-Niesmann, G.; Bunzenthal, C.; Fischer, S.; Moennig, V. Virulensi isolat virus demam babi klasik baru-baru ini dan sebelumnya dievaluasi berdasarkan tanda-tanda klinis dan patologisnya. J.Dokter Hewan. medis. Ser. B 2003, 50, 214–220. [Referensi Silang]

11. Moennig, V.; Floegel-Niesmann, G.; Greiser-Wilke, I. Tanda-tanda klinis, dan epidemiologi demam babi klasik: Tinjauan pengetahuan baru. Dokter hewan. J.2003, 165, 11–20. [Referensi Silang]

12. Durand, B.; Davila, S.; Cariolet, R.; Mesplede, A.; Le Potier, MF Perbandingan perkiraan berbasis viremia dan klinis mengenai penularan virus demam babi klasik di dalam dan di antara kandang dari tiga percobaan penularan. Dokter hewan. Mikrobiol. 2009, 135, 196–204. [Referensi Silang]

13. Weesendorp, E.; Pendukung, J.; Stegeman, A.; Loeffen, W. Pengaruh strain dan dosis inokulasi virus demam babi klasik pada penularan dalam kandang. Dokter hewan. Res. 2009, 40, 59. [Referensi Silang]

14. Huang, YL; Deng, MC; Wang, FI; Huang, CC; Chang, CY Tantangan pengendalian demam babi klasik: Modifikasi vaksin hidup dan subunit E2. Res Virus. 2014, 179, 1–11. [Ref Silang] [PubMed]

15. Suradhat, S.; Damrongwatanapokin, S.; Thanawongnuwech, R. Faktor penting untuk keberhasilan vaksinasi terhadap demam babi klasik di daerah endemik. Dokter hewan. Mikrobiol. 2007, 119, 1–9. [Ref Silang] [PubMed]

16. Van Oirschot, JT Vaksinologi demam babi klasik: Dari laboratorium ke lapangan. Dokter hewan. Mikrobiol. 2003, 96, 367–384. [Referensi Silang]

17. Terpstra, C.; Wensvoort, G. Nilai perlindungan titer antibodi penetralisir yang diinduksi vaksin pada demam babi. Dokter hewan. Mikrobiol. 1988, 16, 123–128. [Referensi Silang]

18. Vandeputte, J.; Juga, HL; Ng, FK; Chen, C.; Chai, KK; Liao, GA Adsorpsi antibodi kolostral terhadap demam babi klasik, persistensi antibodi ibu, dan efek terhadap respons vaksinasi pada bayi babi. Saya. J.Dokter Hewan. Res. 2001, 62, 1805–1811. [Ref Silang] [PubMed]

19. Bu, WJ; Chen, QL; Chang, CC Investigasi kinerja antibodi dan keberadaan RNA virus sebelum dan sesudah vaksinasi strain vaksin demam babi klasik di peternakan babi Taiwan. Dokter Hewan Taiwan. J.2010, 36, 45–54.

20. Mittelholzer1, C.; Moser, C.; Tratschin, JD; Hofmann, MA Analisis kinetika replikasi virus demam babi klasik memungkinkan diferensiasi strain yang sangat virulen dan avirulen. Dokter hewan. Mikrobiol. 2000, 74, 293–308. [Referensi Silang]

21. Huang, YL; Pang, VF; Panci, CH; Chen, TH; Jong, MH; Huang, TS; Jeng, CR Pengembangan PCR real-time multipleks transkripsi terbalik untuk deteksi dan genotipe virus demam babi klasik. J.Virol. Metode 2009, 160, 111–118. [Referensi Silang]

22. Huang, YL; Meyer, D.; Postel, A.; Tsai, KJ; Liu, HM; Yang, CH; Huang, YC; Berkley, N.; Deng, MC; Wang, FI; dkk. Identifikasi epitop konformasi umum pada glikoprotein E2 virus demam babi klasik dan virus penyakit perbatasan. Virus 2021, 13, 1655. [CrossRef]

23. Graham, SP; Everett, DIA; Haines, FJ; John, HL; Sosan, OA; Salguero, FJ; Clifford, DJ; Steinbach, F.; Menarik, TW; Crooke, H. Tantangan babi dengan virus demam babi klasik setelah vaksinasi strain C menunjukkan perlindungan yang sangat cepat dan wawasan tentang kekebalan dini. PLoS SATU 2012, 7, e29310. [Referensi Silang]

24. Graham, SP; Haines, FJ; John, HL; Sosan, O.; Rocca, SAL; Lampu, B.; Rumenapf, T.; Everett, H.; Crooke, H. Karakterisasi respon sel T yang mensekresi IFN reaktif silang luas yang diinduksi oleh vaksin yang berkorelasi dengan perlindungan cepat terhadap virus demam babi klasik. Vaksin 2012, 30, 2742–2748. [Ref Silang] [PubMed]

25. Suradhat, S.; Intrakamhaeng, M.; Damrongwatanapokin, S. Korelasi produksi interferon-gamma spesifik virus dan perlindungan terhadap infeksi virus demam babi klasik. Dokter hewan. imunol. Imunopatol. 2001, 83, 177–189. [Ref Silang] [PubMed]

26. Planas, D.; Veyer, D.; Baidaliuk, A.; Staropoli, I.; Guivel-Benhassine, F.; Raja, MM; Planchais, C.; Porrot, F.; Robillard, N.; Puech, J.; dkk. Berkurangnya sensitivitas varian delta SARS-CoV-2 terhadap netralisasi antibodi. Alam 2021, 596, 276–280. [Referensi Silang]

27. Zhang, C.; Hu, J. Vaksin virus sindrom reproduksi dan pernapasan babi: Status terkini dan strategi menuju Vaksin universal. Lintas batas. Muncul. Dis. 2014, 61, 109–120.

28. Andre, FE; Boo, R.; Bock, HL; Clemens, J.; Datta, SK; John, TJ; Lee, BW; Lolekha, S.; Peltola, H.; Kasar, TA; dkk. Vaksinasi sangat mengurangi penyakit, kecacatan, kematian, dan ketidakadilan di seluruh dunia. Banteng. Organ Kesehatan Dunia. 2008, 86, 140–146. [Ref Silang] [PubMed]

29. Mawar, N.; Andraud, M. Penggunaan vaksin untuk mengendalikan penyebaran patogen pada populasi babi. Manajer Kesehatan Babi. 2017, 3, 8. [Referensi Silang] [PubMed]

30. Andraud, M.; Padang rumput, B.; Durand, B.; Cariolet, R.; Jestin, A.; Madec, F.; Rose, N. Kuantifikasi penularan porcine circovirus tipe 2 (PCV-2) di dalam dan di antara kandang pada babi. Dokter hewan. Res. 2008, 39, 43. [Referensi Silang]

31. Mawar, N.; Andraud, M.; Bigault, L.; Jestin, A.; Grasland, B. Vaksin komersial berbasis PCV2 secara signifikan mengurangi penularan PCV2b dalam kondisi eksperimental. Vaksin 2016, 34, 3738–3745. [Referensi Silang]

32. Mawar, N.; Renson, P.; Andraud, M.; Paboeuf, F.; Le Potier, MF; Bourry, O. Vaksin hidup yang dimodifikasi virus sindrom reproduksi dan pernapasan babi (PRRSv) mengurangi penularan virus dalam kondisi eksperimental. Vaksin 2015, 33, 2493–2499. [Referensi Silang]

33. Bouma, A.; De Smit, AJ; De Jong, MCM; De Kluijver, EP; Moormann, RJM Penentuan permulaan imunitas kelompok yang disebabkan oleh vaksin subunit E2 terhadap virus demam babi klasik. Vaksin 2000, 18, 1374–1381. [Referensi Silang]

34. De Smit, AJ; Bouma, A.; Van Gennip, HGP; De Kluijver, EP; Moormann, RJM Virus strain C Chimeric (penanda) menginduksi perlindungan klinis terhadap virus demam babi klasik (CSFV) yang mematikan dan mengurangi penularan CSFV di antara babi yang divaksinasi. Vaksin 2001, 19, 1467–1476. [Ref Silang] [PubMed]

35. Van Nes, A.; Stegeman, JA; De Jong, MCM; Loeffen, WLA; Kimman, TG; Verheijden, JHM Tidak ada wabah besar virus pseudorabies pada ternak babi yang diimunisasi dengan baik. Vaksin 1996, 14, 1042–1044. [Ref Silang] [PubMed]

36. Shrestha, NK; Burke, PC; Nowacki, AS; Terpeluk, P.; Gordon, SM Perlunya vaksinasi penyakit virus corona 2019 (COVID-19) pada orang yang sudah terjangkit COVID-19. Klinik. Menulari. Dis. 2022, 75, e662–e671. [Ref Silang] [PubMed]

37. Gómez-Villamandos, JC; Ruiz-Villamor, E.; Bautista, MJ; Sánchez, CP; Sánchez-Cordón, PJ; Salguero, FJ; Jover, A. Perubahan morfologis dan imunohistokimia pada makrofag limpa babi yang terinfeksi demam babi klasik. J. Komp. jalan. 2001, 125, 98–109. [Referensi Silang]

38. Sánchez-Cordón, PJ; Romanini, S.; Salguero, FJ; Ruiz-Villamor, E.; Carrasco, L.; Gómez-Villamandos, JC Sebuah studi histopatologi, imunohistokimia, dan ultrastruktural usus pada babi yang diinokulasi dengan virus demam babi klasik. Dokter hewan. jalan. 2003, 40, 254–262. [Referensi Silang]

39. Sah, V.; Kumar, A.; Dhar, P.; Upmanyu, V.; Tiwari, AK; Wani, SA; Sahu, AR; Kumar, A.; Dasarara, SK; Pandey, A.; dkk. Ciri khas ekspresi gen seluruh genom pada makrofag klasik yang terinfeksi virus demam babi dan PBMC pada babi persilangan asli. Gen 2020, 731, 144356. [CrossRef]

40. Coronado, L.; Bohorquez, JA; Muñoz-González, S.; Perez, LJ; Rosell, R.; Fonseca, O.; Delgado, L.; Perera, CL; Frias, MT; Ganges, L. Investigasi infeksi demam babi klasik yang kronis dan persisten dalam kondisi lapangan dan dampaknya terhadap kemanjuran vaksin. Dokter Hewan BMC. Res. 2019, 15, 247. [Referensi Silang]

41. Rivera-Toledo, E.; Gómez, B. Kegigihan virus syncytial pernapasan di makrofag mengubah profil ekspresi gen seluler. Virus 2012, 4, 3270–3280. [Referensi Silang]

42. Kruize, Z.; Kootstra, NA Peran makrofag dalam persistensi dan patogenesis HIV. Depan. Mikrobiol. 2019, 10, 2828. [Referensi Silang]

43. Borca, MV; Gudmundsdottir, I.; Fernandez-Sainz, IJ; Holinka, LG; Risatti, GR Pola ekspresi gen seluler pada makrofag babi yang terinfeksi virus demam babi klasik strain Brescia yang sangat mematikan. Res Virus. 2008, 138, 89–96. [Referensi Silang]