Pengaruh Vaksinasi Pullet Terhadap Perkembangan Dan Panjang Umur Imunitas Bagian 1

Abstrak:

Penyakit pernapasan unggas menyebabkan kerugian ekonomi yang signifikan pada unggas komersial. Karena kebutuhan untuk melindungi unggas berumur panjang dari patogen saluran pernapasan sejak usia dini, program vaksinasi untuk pullet biasanya melibatkan pemberian berbagai vaksin secara berurutan, termasuk virus bronkitis menular (IBV), virus penyakit Newcastle (NDV), dan virus menular. virus laringotrakheitis (ILTV). Seringkali interval antara vaksinasi hanya dalam hitungan minggu, namun tidak diketahui apakah pengembangan kekebalan dan perlindungan terhadap tantangan ketika vaksin diberikan dalam waktu singkat terjadi pada unggas ini, sesuatu yang dikenal sebagai gangguan virus. Tujuan kami adalah untuk menentukan apakah vaksin hidup yang dilemahkan yang diberikan secara serial terhadap IBV, NDV, dan ILTV memengaruhi perkembangan dan umur panjang kekebalan dan perlindungan terhadap tantangan pada unggas berumur panjang.

Berdasarkan program vaksinasi ayam dara biasa, leghorn putih bebas patogen spesifik diberikan beberapa vaksin hidup yang dilemahkan terhadap IBV, NDV, dan ILTV hingga usia 16 minggu (WOA), setelah itu kelompok tertentu ditantang dengan IBV, NDV, atau ILTV pada 20, 24, 28, 32, dan 36 WOA. Lima hari pascatantangan, viral load, tanda klinis, cryostasis, histopatologi trakea, dan titer antibodi dalam serum dan air mata dievaluasi. Kami menunjukkan bahwa pullet vaksin hidup yang dilemahkan yang diberikan secara serial terhadap IBV, NDV, dan ILTV dilindungi terhadap tantangan homolog dengan IBV, NDV, atau ILTV selama setidaknya 36 minggu, dan menyimpulkan bahwa interval antara vaksinasi yang digunakan dalam penelitian ini (setidaknya 2 minggu ) tidak mengganggu perlindungan. Informasi ini penting karena menunjukkan bahwa program vaksinasi pullet tipikal yang terdiri dari vaksin hidup yang dilemahkan yang diberikan secara serial terhadap beberapa patogen pernapasan dapat menghasilkan pengembangan kekebalan protektif terhadap setiap agen penyakit.

Berbicara tentang kekebalan, tubuh manusia juga memiliki banyak hal yang dapat meningkatkan kekebalan, seperti Cistanche, yang juga kaya akan zat aktif biologis, seperti peptida, terpen, asam fenolat, dll., Yang dapat merangsang aktivasi sel kekebalan dan meningkatkan sel imun. fungsi, dan meningkatkan kekebalan tubuh. Zat aktif biologis ini juga dapat mengatur dan mengaktifkan fungsi autoimun tubuh, yang selanjutnya meningkatkan kekebalan manusia.

Klik kapan mengambil cistanche

Kata kunci:

Virus bronkitis menular; virus penyakit Newcastle; virus laringotrakeitis menular; program vaksinasi; kekebalan; penyakit pernapasan; cryostasis; respon antibodi.

1. Perkenalan

Vaksinasi terhadap penyakit virus pernapasan adalah praktik standar dalam operasi unggas komersial. Baik vaksin hidup maupun mati diberikan pada unggas, dan vaksin hidup biasanya digunakan untuk berbagai patogen karena efektif bila diterapkan secara massal dan relatif ekonomis [1]. Secara umum, vaksin hidup menginduksi imunitas lokal dan seluler dan memberikan respons perlindungan yang lebih luas daripada vaksin mati, sedangkan vaksin mati terutama menginduksi imunitas humoral dan cenderung spesifik antigen. Durasi kekebalan yang dicapai setelah pemberian vaksin hidup tergantung pada umur dan jenis burung, tingkat kekebalan induk, penyakit yang ditargetkan oleh vaksin, imunogenisitas vaksin, metode aplikasi vaksin, jumlah dan interval antara penguat, virulensi dan kesamaan. dari field challenge virus, interval antara vaksinasi dan challenge, dan imunokompetensi inang [1-3].

Avian coronavirus infeksius bronkitis virus (IBV) adalah patogen virus saluran pernapasan bagian atas unggas dan menyebabkan penurunan berat badan dan efisiensi pakan, penurunan produksi telur dan kualitas telur, pertumbuhan terhambat, dan infeksi bakteri sekunder yang mengakibatkan airsacculitis [4]. Virus awalnya bereplikasi di saluran pernapasan bagian atas, diikuti dengan replikasi sistemik di saluran reproduksi, dan beberapa strain dapat menyebabkan lesi di ginjal [4]. Unggas yang terinfeksi dapat menunjukkan sekret hidung, batuk, bersin, dan rales trakea [4]. Penyakit ini dicegah dengan vaksinasi, dan vaksin hidup biasanya digunakan untuk menginduksi kekebalan dan perlindungan lokal. Vaksin hidup umumnya diberikan kepada unggas muda untuk mencapai perlindungan dini, dan petelur serta indukan juga dikuatkan dengan vaksin hidup atau vaksin mati, yang bervariasi berdasarkan kemiripannya dengan virus lapangan yang bersirkulasi [2].

Newcastle disease (ND) disebabkan oleh strain virulen dari avian paramyxovirus tipe 1, yang baru-baru ini telah direklasifikasi sebagai avian avulavirus 1 (AAvV-1) [5]. Tergantung pada jenis virusnya, tanda-tanda klinis infeksi ND mungkin tidak ada atau mungkin melibatkan depresi, kurang nafsu makan, tanda-tanda pernapasan (nasal discharge, bersin, batuk), penurunan produksi telur dan kualitas telur, dan tanda-tanda neurologis (tortikolis, berputar-putar, kelumpuhan). ) [3]. Strain virus penyakit Newcastle (NDV) dicirikan sebagai lentogenic, mesogenic, dan velogenic, menurut rata-rata waktu kematiannya pada embrio [6]. Strain lentogenik memiliki patogenisitas rendah menyebabkan infeksi pernafasan atau enterik ringan, diikuti oleh strain mesogenik, sedangkan isolat velogenik sangat patogen sering menyebabkan tanda-tanda neurologis dan kematian [3]. Rezim vaksinasi terhadap NDV bervariasi dan dapat menggunakan kombinasi vaksin hidup, tidak aktif, dan vektor virus [7]. Di Amerika Serikat, strain vaksin tradisional yang paling banyak digunakan terdiri dari lentogenic B1 (atau klon virus dari strain B1) dan strain LaSota [3].

Infectious laryngotracheitis (ILT) adalah penyakit pernapasan unggas yang disebabkan oleh galled alphaherpesvirus I dan secara ekonomi penting di seluruh dunia [8]. Manifestasi klinis ILT meliputi peningkatan kematian, penurunan produksi telur, penurunan berat badan, konjungtivitis, trakeitis dengan pengeluaran lendir berdarah pada kasus yang parah, depresi, dispnea berat, dan kerentanan terhadap patogen pernapasan lainnya. Vaksin hidup terhadap virus ILT (ILTV) mungkin berasal dari embrio ayam (CEO) atau asal kultur jaringan (TCO), di mana mereka ditransmisikan beberapa kali dalam telur atau kultur jaringan. Meskipun vaksin rekombinan untuk ILT tersedia secara komersial, vaksin CEO adalah vaksin yang paling banyak digunakan untuk melawan ILTV di seluruh dunia.

Karena kebutuhan untuk melindungi ayam dari patogen virus yang berbeda sejak usia dini, program vaksinasi biasanya mencakup beberapa vaksin terhadap berbagai patogen. Contoh rezim vaksinasi di berbagai sektor unggas ditinjau dalam Merck Veterinary Manual, di mana interval antar vaksinasi seringkali hanya dalam hitungan minggu.

Namun, ada sedikit informasi yang menunjukkan bahwa interval antara vaksinasi cukup bagi unggas untuk mengembangkan perlindungan kekebalan yang memadai terhadap tantangan dari setiap virus. Literatur menunjukkan bahwa infeksi virus berurutan dapat mengakibatkan gangguan virus, di mana satu virus memblokir infeksi berikutnya dan/atau replikasi virus lain di inang [9,10], tetapi sampai sekarang tidak diketahui apakah fenomena ini mengakibatkan penurunan perlindungan. dari vaksin hidup yang dilemahkan yang diberikan secara serial pada ayam. Menariknya, telah dilaporkan bahwa pemberian virus secara bersamaan ke ayam atau kalkun tidak mengakibatkan gangguan virus [11]. Dalam penelitian ini, kami menyelidiki bagaimana jadwal vaksinasi komersial tipikal yang terdiri dari kombinasi vaksin penyakit pernapasan virus hidup yang diberikan secara serial dan dilemahkan memengaruhi perkembangan dan umur panjang kekebalan dan perlindungan terhadap tantangan homolog.

2. Bahan-bahan dan metode-metode

2.1. Virus

Vaksin IBV komersial MILDVAC-GA-98® (Merck Animal Health, Summit, NJ, USA) digunakan dalam penelitian ini. Vaksin diencerkan sesuai dengan rekomendasi pabrikan. Virus tantangan yang digunakan adalah IBV GA98/CWL0474/98 dan disiapkan dengan dosis median infeksi embrio (EID50) 103,19. Titer virus dihitung dengan metode Reed dan Muench [12]. Vaksin NDV komersial B1 (NEWHATCH-C2, Merck Animal Health, Summit, NJ, USA) digunakan untuk vaksinasi dan tantangan dan disusun kembali mengikuti instruksi pabriknya.

Karena galur NDV mesogenik dan velogenik memerlukan tingkat keamanan hayati di atas BSL2, yang tidak tersedia di laboratorium kami, model eksperimental kami untuk perlindungan terhadap NDV melibatkan titer virus yang berkurang secara signifikan atau kekebalan steril terhadap paparan kedua (tantangan) dengan virus vaksin. Vaksin CEO komersial ILTV (Trachivax® Merck Animal Health, Summit, NJ, USA) dan patogen ILTV Georgia broiler strain 63140 [13] masing-masing digunakan untuk vaksinasi dan tantangan. Strain 63140 diperbanyak dalam sel ginjal ayam yang diperoleh dari 3- sampai 4-ayam bebas patogen spesifik (SPF) berumur seminggu [14]. Vaksin CEO disiapkan mengikuti rekomendasi pabrikan. Setelah inokulasi, median dosis infektif kultur jaringan (TCID50) dikonfirmasi dengan titrasi kedua virus dalam sel ginjal ayam seperti yang dijelaskan sebelumnya [14].

2.2. Desain eksperimental

Telur bebas patogen spesifik diperoleh pada 18 hari inkubasi dan ditetaskan di Pusat Penelitian dan Diagnostik Unggas, Athena, GA. Anak ayam ditempatkan di atas serutan pinus segar di rumah koloni dan kandang. Anak ayam divaksinasi dengan dosis yang direkomendasikan produsen dalam 100 µL melalui rute oculonasal sesuai dengan jadwal berikut; IBV pada 1 DOA, NDV pada usia 2 minggu (WOA), IBV pada 4 WOA, ILTV pada 8 WOA, NDV pada 12 WOA, dan ILTV pada 16 WOA.

Selain itu, kelompok kontrol tidak divaksinasi. Tantangan homolog dilakukan pada 20, 24, 28, 32, dan 36 WOA, dan nekropsi dilakukan lima hari pasca-tantangan (dpc). Pada tantangan tersebut, unggas menerima salah satu dari empat perlakuan: IBV GA98, NDV B1, ILTV 63140, atau tanpa tantangan. Kelompok pengobatan untuk setiap virus tantangan per titik waktu adalah sebagai berikut: tidak divaksinasi, tidak ditantang (n=9–10); divaksinasi, tidak ditantang (n=9–10); divaksinasi, ditantang (n=17–19); tidak divaksinasi, ditantang (n=9–10). Semua burung yang mengalami IBV menerima EID50 1 × 103,2 per burung dalam 100 µL intranasal. Semua unggas dengan tantangan NDV menerima vaksin NDV B1 dalam 100 µL intranasal, dilarutkan sesuai dengan protokol pabrik. Semua burung yang mengalami ILTV menerima strain patogen 63140 dengan dosis 1 × 103,5 TCID50 per burung dalam 100 μL yang dibagi rata antara rute tetes mata dan intranasal. Untuk tantangan IBV dan NDV, burung diamati pada 5 dpc untuk tanda-tanda pernapasan, seperti yang dijelaskan sebelumnya [15]: 0=tidak ada; 1=ringan; 2=sedang; 3=parah. Untuk tantangan ILTV, burung diamati pada 3 dan 5 dpc untuk dispnea, konjungtivitis, depresi, dan kematian, seperti yang dijelaskan sebelumnya [16].

Choanal cleft (burung kontrol dan tantangan IBV- dan NDV pada 5 dpc) atau trakea (burung kontrol dan tantangan ILTV pada 3 dan 5 dpc) diseka untuk deteksi virus, dan penyeka disimpan dalam PBS pada suhu −80 ◦C. Pada 28, 32, dan 36 WOA, 50 µL air mata dikumpulkan dengan menambahkan butiran NaCl ke mata. Darah dikumpulkan dengan tusukan sayap atau jantung dan ditambahkan ke tabung mikrosentrifus untuk mengumpulkan serum untuk deteksi antibodi. Burung di-eutanasia secara manusiawi, dan kelopak mata, kelenjar Harderian (HG), timus, hati, limpa, amandel cecal, dan bursa Fabricius dikumpulkan dan disimpan pada suhu −80 ◦C untuk deteksi virus dan dalam formalin buffer netral 10 persen. Trakea diangkat, satu bagian ditempatkan dalam formalin buffer netral 10 persen, dan bagian trakea yang tersisa direndam dalam media kultur jaringan untuk uji ikonostasis yang dijelaskan di bawah ini. Prosedur tersebut telah disetujui oleh Komite Perawatan dan Penggunaan Hewan Institusi Universitas Georgia (AUP #: A2015 05-001-R2).

2.3. Tes Ciliostasis

Uji ikonostasis dilakukan pada trakea yang dipanen yang dikumpulkan dalam media kultur sel (Dulbecco's Modified Eagle's Medium) pada suhu 37 ◦C. Untuk setiap trakea, lima cincin trakea berukuran sekitar 1 mm dipotong dan mewakili bagian proksimal, tengah, dan distal [17,18]. Aktivitas silia diamati menggunakan mikroskop terbalik (Olympus, Center Valley, PA, USA). Sistem penilaian mengikuti 0=semua pemukulan silia; 1=75 persen pemukulan silia; 2=50 persen pemukulan silia; 3=25 persen pemukulan silia; 4=tidak ada pemukulan silia seperti yang dijelaskan sebelumnya [17]. Skor maksimum yang mungkin untuk setiap trakea adalah 20. Setiap cincin trakea dinilai oleh tiga orang, dan skor total rata-rata untuk setiap trakea dihitung. Skor perlindungan ikonostasis untuk setiap kelompok ditentukan dengan rumus berikut: 100 − [(total skor individu untuk grup)/(jumlah individu dalam grup × 20) × 100], dan skor Lebih besar dari atau sama sampai 50 dianggap terlindungi.

2.4. Histopatologi Trakea

Bagian dari setiap trakea difiksasi dalam 10 persen formalin buffer netral, diproses, dan disematkan dalam parafin, dan 5-µm bagian dipotong untuk pewarnaan hematoxylin dan eosin. Untuk lesi IBV, hiperplasia epitel, infiltrasi limfosit, dan desiliasi epitel dinilai untuk setiap trakea. Skor ditentukan sebagai berikut: 1=normal, 2=focal, 3=multifokal, dan 4=difus, seperti yang dijelaskan sebelumnya [19]. Untuk lesi NDV, analisis deskriptif dilakukan. Untuk lesi ILTV, lesi mikroskopis diberi skor pada skala 0-5 (normal hingga sangat parah), seperti yang dijelaskan sebelumnya [20].

2.5. Ekstraksi RNA dan Quantitative Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction (qRT-PCR)

Untuk deteksi IBV dan NDV, ekstraksi RNA virus dari 50 µL PBS dari setiap swab dilakukan menggunakan 5× MagMAX-96 Viral Isolation Kit (Thermo Fisher, Waltham, MA, USA) pada MagMAX™ Express{{ 3}} Prosesor Partikel Magnetik Sumur Dalam (Thermo Scientific, Waltham, MA, USA), sesuai dengan instruksi pabriknya. Reaksi rantai polimerase transkripsi terbalik kuantitatif (qRT-PCR) dilakukan dengan kit AgPath-IDTM One-Step RT-PCR (Thermo Fisher, Waltham, MA, USA), mengikuti protokol pabrikan. Setiap 25-µL campuran reaksi mengandung 12,5 µL buffer 2× RT-PCR, 10 µM setiap primer, 4 µM probe, 1 µL campuran enzim 25× RT-PCR, dan 5 µL RNA virus. Reaksi qRT-PCR dijalankan pada sistem Applied Biosystems® 7500 Fast Realtime PCR (Life Technologies Ltd., Carlsbad, CA, USA) dalam kondisi berikut: satu siklus 50 ◦C selama 30 menit dan 95 ◦C selama 15 menit , diikuti oleh 40 siklus 94 ◦C selama 1 detik dan 60 ◦C selama 60 detik. Primer dan probe untuk IBV qRT-PCR sebelumnya diterbitkan [21], dan terdiri dari primer maju IBV50GU391 (50 -GCT TTT GAG CCT AGC GTT-30 ), primer terbalik IBV50GL533 ({ {38}}GCC ATG TTG TCA CTG TCT ATT G-30 ), dan probe IBV50G probe berlabel ganda Taqman® (50 -FAM-CAC CAC CAG AAC CTG TCA CCT C-BHQ{{45 }} ). Primer dan probe untuk NDV qRT-PCR sebelumnya dijelaskan [22] dan terdiri dari primer maju NDV M plus 4100 (5'-AGT GAT GTG CTC GGA CCT TC-3'), primer balik NDV M -4220 (5'-CCT GAG GAG AGG CAT TTG CTA-3'), dan probe berlabel ganda Taqman® NDV M plus 4169 (5'-FAM-TTC TCT AGC AGT GGG ACA GCC TGC -BHQ1-3').

Primer diperoleh dari Integrated DNA Technologies (Coralville, IA, USA), dan probe Taqman disintesis oleh BioSearch Technologies (Novato, CA, USA). Komponen RT-PCR real-time dan parameter termosikler telah dijelaskan sebelumnya [21]. Data tersebut dinyatakan sebagai nilai rata-rata cycle threshold (CT) untuk semua sampel pada masing-masing kelompok, dengan nilai CT positif berdasarkan batas deteksi untuk tes ini terkait dengan deteksi virus pada telur [23].

Setiap pelat reaksi qRT-PCR menyertakan kurva standar sebagai kontrol ekstraksi RNA dan sebagai kontrol positif. GA98 IBV diisolasi dari cairan allantoic digunakan sebagai template untuk kurva standar. Kontrol negatif juga disertakan di setiap cawan dan terdiri dari reagen PCR tanpa RNA.

2.6. Ekstraksi DNA

Untuk ILTV, total DNA diekstraksi dari penyeka trakea menggunakan miniprep 96-well kit ekstraksi DNA MegaZorb® (Promega, Madison, WI, USA), seperti yang dijelaskan sebelumnya [24].

2.7. qPCR

Uji PCR real-time dupleks yang memperkuat fragmen gen virus UL44 di ILTV dan fragmen gen alfa 2-kolagen ayam dilakukan, seperti yang dijelaskan sebelumnya [25].

2.8. Serum Infectious Bronchitis Virus (IBV)-Titer Antibodi IgG Spesifik

Titer IgG spesifik IBV terdeteksi menggunakan alat tes antibodi IBV terkait enzim IgG (ELISA) komersial (IDEXX, Westbrook, ME, USA). Secara singkat, sampel serum (disimpan pada suhu -20 ◦C) diencerkan 1:500, dan prosedur dilakukan sesuai dengan protokol pabrik.

2.9. Titer Antibodi IBV Spesifik IBV yang Disekresi Air Mata

IgA spesifik IBV air mata terdeteksi menggunakan kit uji antibodi IgG ELISA IBV komersial (IDEXX, Westbrook, ME, USA). Secara singkat, air mata diencerkan dua kali lipat dalam PBS dan diinkubasi dalam sumur duplikat semalaman pada suhu 4 ◦C. Semua langkah pencucian dilakukan menggunakan PBS-Tween 20 (0,05 persen Tween 20). Pelat diinkubasi pada suhu 23 ◦C selama 2 jam dalam IgA-BIOT anti-ayam tikus monoklonal (1:1000, klon A-1, Southern Biotech, Birmingham, AL, USA), diikuti dengan 1 jam dalam Streptavidin-HRP ( 1:4000, Southern Biotech, Birmingham, AL, USA). Langkah deteksi antibodi akhir diselesaikan sesuai dengan instruksi pabriknya. Titer titik akhir ditentukan dengan melaporkan pengenceran terendah di mana kerapatan optik (OD), tercatat pada panjang gelombang 650 nm, setidaknya tiga standar deviasi di atas rata-rata 12 sumur kontrol yang diinkubasi tanpa sampel air mata. Data dari sumur dengan perubahan warna yang tepat karena sisa substrat atau gelembung udara dikeluarkan dari analisis, dan hasilnya dilaporkan sebagai log2 titer titik akhir.

2.10. Analisis statistik

Data dianalisis menggunakan perangkat lunak Prism v.6.0 (GraphPad Software, Inc., La Jolla, CA, USA). Untuk data viral load, analisis varian satu arah (ANOVA) dengan posttest Dunnet digunakan untuk membandingkan kelompok pengobatan dalam setiap periode pengumpulan. Semua data lain dianalisis menggunakan uji Kruskal-Wallis dengan posttest Dunn untuk membandingkan kelompok perlakuan dalam setiap periode pengumpulan. Perbedaan signifikan ditentukan pada p < 0.05.

3. Hasil

3.1. Virus Bronkitis Menular

Pada 5 hari setelah tantangan dengan IBV GA98, burung yang divaksinasi / ditantang memiliki beban RNA yang jauh lebih rendah dibandingkan dengan kontrol positif pada semua waktu pengumpulan dan di semua sampel jaringan, kecuali tonsil cecal pada 24 WOA (Tabel 1). Dalam kontrol yang divaksinasi, tidak ada RNA IBV yang terdeteksi pada semua waktu pengumpulan kecuali di amandel cecal pada 20 dan 24 WOA dan celah choanal pada 20 WOA. Beban IBV pada kontrol negatif di semua jaringan berada di bawah batas deteksi menggunakan nilai CT lebih besar dari atau sama dengan 36,17 seperti yang dilaporkan sebelumnya [23], pada semua waktu pengumpulan kecuali kontrol negatif 24 WOA HG.

Tanda-tanda klinis infeksi IBV yang diukur pada 5 hari pasca-tantangan secara signifikan berkurang pada unggas yang divaksinasi/tantangan bila dibandingkan dengan kontrol positif dalam semua minggu kecuali 28 WOA, tetapi tren skor tanda klinis secara numerik lebih rendah di antara unggas yang divaksinasi/tantangan (Tabel 2) . Tanda-tanda klinis tidak ada pada burung kontrol negatif dan yang tidak divaksinasi, dan tanda-tanda pada burung yang divaksinasi/ditantang tidak berbeda secara signifikan dengan tanda-tanda pada kontrol yang tidak divaksinasi.

Tabel 1. Rata-rata nilai kuantitatif reverse transcription polymerase chain reaction (qRT-PCR) cycle threshold (CT) untuk infeksi virus bronkitis (IBV) RNA yang dikumpulkan dari choanal cleft, kelenjar Harderian, konjungtiva, dan cecal tonsil 5 hari pasca-tantangan dengan IBV GA98 pada usia 20, 24, 28, 32, dan 36 minggu. Huruf (a – d) menunjukkan perbedaan yang signifikan antara kelompok vaksin dan tantangan untuk setiap minggu (p <0,05).

Tabel 2. Tanda-tanda klinis dan lesi mikroskopis diukur 5 hari setelah tantangan IBV GA98. Huruf (a–b) menunjukkan perbedaan yang signifikan antara kelompok vaksin dan tantangan untuk setiap minggu (p <0.05).

Pemeriksaan histopatologi trakea dari semua kelompok berkisar dari dalam batas normal hingga fokal hingga multifokal trakeitis limfositik minimal hingga sedang; namun, infiltrasi limfositik sedang lebih sering terlihat pada kontrol positif. Dalam semua minggu, proporsi burung yang divaksinasi/tertantang dengan desilia atau nekrosis trakea akut berkurang secara signifikan dibandingkan dengan kontrol positif dan tidak berbeda dengan kontrol negatif dan divaksinasi (Tabel 2).

Ciliostasis, defined as the cessation of tracheal ciliary movement, was measured at 5 DPC, and the number of birds positive for cryostasis and cryostasis protection scores was calculated for each group (Figure 1). At all collection times, vaccinated/challenged birds were protected from cryostasis (scores were >50), dan kontrol positif tidak dilindungi (skornya adalah<50). The non-challenged negative controls and vaccinated controls were protected (scores were >50) pada semua waktu pengumpulan.

Figure 1. Ciliostasis protection scores among tracheas were collected 5 days post-challenge with IBV GA98 for different groups of birds challenged at 20, 24, 28, 32, and 36 weeks of age (WOA). Groups with a protection score >50 (garis horizontal) dilindungi, dan kelompok dengan skor perlindungan<50 are not protected. Fractions above each bar represent the proportion of birds positive for cryostasis for the respective group. −/− = non-vaccinated/non-challenged, +/− = vaccinated/non-challenged, +/+ = vaccinated/challenged, −/+ = non-vaccinated/challenged.

Titer IgG spesifik IBV diukur dalam serum yang dikumpulkan pada 5 DPC. Sepanjang waktu kecuali pada 32 WOA, burung yang divaksinasi dari kelompok yang tidak dan yang ditantang menunjukkan titer yang jauh lebih tinggi dibandingkan dengan burung yang tidak divaksinasi dari kelompok yang tidak dan yang ditantang (Gambar 2). Pada 32 WOA, titer pada burung yang divaksinasi, terlepas dari status tantangan, secara signifikan lebih tinggi dibandingkan dengan kontrol positif. Titer pada unggas yang divaksinasi/tertantang tidak berbeda secara signifikan dari titer pada kontrol yang divaksinasi hingga 36 WOA, ketika unggas yang divaksinasi/tertantang memiliki titer yang jauh lebih tinggi. Dibandingkan dengan kontrol negatif, unggas yang divaksinasi/ditantang memiliki titer yang jauh lebih tinggi setiap saat.

Titer IgA spesifik IBV diukur dalam air mata yang dikumpulkan pada 5 DPC pada 28, 32, dan 36 WOA. Pada 28 WOA, titer pada burung yang divaksinasi/tertantang secara signifikan lebih tinggi dibandingkan dengan titer pada kontrol negatif yang tidak tertantang (Gambar 3). Pada 32 WOA, unggas yang divaksinasi/ditantang menunjukkan titer yang jauh lebih rendah dibandingkan dengan kontrol positif. Selain itu, burung yang divaksinasi/ditantang memiliki titer yang jauh lebih tinggi daripada kelompok yang divaksinasi/tidak ditantang pada 28 WOA. Tidak ada perbedaan signifikan lainnya yang terdeteksi. Virus 2019.

Gambar 2. Titer IgG spesifik IBV dalam serum dikumpulkan 5 hari pascatantangan dengan IBV GA98 untuk berbagai kelompok burung yang ditantang pada 20, 24, 28, 32, dan 36 WOA. Huruf (a – c) menunjukkan perbedaan yang signifikan antara kelompok vaksin dan tantangan untuk setiap minggu (p <0,05). −/−=tidak divaksinasi/tidak ditantang, ditambah /−=divaksinasi/tidak ditantang, ditambah / ditambah=divaksinasi/ditantang, −/ ditambah=tidak divaksinasi / ditantang.

Gambar 3. Titer IgA spesifik IBV robek dalam air mata dikumpulkan 5 hari pasca-tantangan dengan IBV GA98 untuk berbagai kelompok burung yang ditantang pada 20, 24, 28, 32, dan 36 WOA. Huruf (a – c) menunjukkan perbedaan yang signifikan antara kelompok vaksin dan tantangan untuk setiap minggu (p <0,05). −/−=tidak divaksinasi/tidak ditantang, ditambah /−=divaksinasi/tidak ditantang, ditambah / ditambah=divaksinasi/ditantang, −/ ditambah=tidak divaksinasi / ditantang.

3.2. Virus Penyakit Newcastle (NDV)

Pada 5 dpc dengan NDV B1, unggas yang divaksinasi/tertantang memiliki beban RNA yang tidak terdeteksi atau beban yang jauh lebih rendah dibandingkan dengan titer kontrol positif pada semua waktu pengumpulan dan pada semua sampel jaringan (Tabel 3). Kontrol negatif yang tidak tertantang dan kontrol yang divaksinasi negatif untuk virus RNA menggunakan nilai CT lebih besar dari atau sama dengan 35.0 seperti yang dilaporkan sebelumnya [22].

Tabel 3. Rata-rata nilai qRT-PCR CT untuk NDV RNA dikumpulkan dari celah choanal, kelenjar Harderian, dan konjungtiva 5 hari pasca tantangan dengan vaksin NDV B1. Huruf (a–c) menunjukkan perbedaan yang signifikan antara kelompok vaksin dan tantangan untuk setiap minggu (p < 0.05).

Tanda-tanda klinis yang diukur pada 5 dpc signifikan pada 20 WOA pada kontrol positif, setelah itu tanda-tanda klinis pada kontrol positif tidak berbeda dengan kelompok perlakuan lainnya (Tabel 4). Tidak ada perbedaan yang signifikan dalam tanda-tanda klinis antara unggas yang divaksinasi/tertantang dan kontrol yang tidak tertantang setiap saat. Dalam semua minggu, pemeriksaan histopatologis trakea berada dalam batas normal atau menunjukkan trakeitis limfositik fokal hingga multifokal minimal hingga ringan, dan tidak ada perbedaan terkait kelompok.

Trakea juga dievaluasi untuk cryostasis, dan tidak ada kelompok yang menunjukkan cryostasis.

Titer IgG serum spesifik NDV pada unggas yang divaksinasi/tertantang dan kontrol yang divaksinasi secara signifikan lebih tinggi daripada titer pada kontrol positif dan negatif pada semua waktu pengumpulan (Gambar 4). Tidak ada perbedaan yang signifikan dalam titer antara unggas yang divaksinasi/tertantang dan kontrol yang divaksinasi setiap saat. Demikian pula, tidak ada perbedaan signifikan dalam titer yang terdeteksi antara kontrol yang tidak divaksinasi/ditantang dan kontrol negatif, kecuali pada 28 WOA di mana titer dari kontrol yang tidak divaksinasi/ditantang secara signifikan lebih tinggi.

Tabel 4. Tanda-tanda klinis diukur 5 hari setelah tantangan NDV B1. Huruf (a–b) menunjukkan perbedaan yang signifikan antara kelompok vaksin dan tantangan untuk setiap minggu (p <0.05).

Gambar 4. Titer IgG spesifik NDV dalam serum dikumpulkan 5 hari pascatantangan dengan vaksin NDV B1 untuk berbagai kelompok unggas yang ditantang pada 20, 24, 28, 32, dan 36 WOA. Huruf (a – c) menunjukkan perbedaan yang signifikan antara kelompok vaksin dan tantangan untuk setiap minggu (p <0,05). −/−=tidak divaksinasi/tidak ditantang, ditambah /−=divaksinasi/tidak ditantang, ditambah / ditambah=divaksinasi/ditantang, −/ ditambah=tidak divaksinasi / ditantang.

3.3. Virus Infeksi Laringotrakeitis (ILTV)

Pada 5 dpc dengan ILTV galur 63140, burung yang divaksinasi/tertantang memiliki muatan DNA virus yang jauh lebih rendah daripada kontrol positif pada semua waktu pengumpulan dan di semua jaringan (Tabel 5). Muatan DNA di trakea dan HG tidak terdeteksi atau rendah dan tidak berbeda secara signifikan dari muatan DNA pada kontrol negatif dan divaksinasi yang tidak ditantang, yang negatif menggunakan nilai CT lebih besar dari atau sama dengan 38,0 seperti yang dilaporkan sebelumnya [26]. Di konjungtiva, beban DNA pada burung yang divaksinasi/tertantang secara signifikan lebih tinggi daripada beban DNA dari kontrol negatif dan yang divaksinasi yang tidak tertantang, kecuali pada 28 WOA di mana tidak ada perbedaan signifikan yang terdeteksi antara burung yang divaksinasi/tertantang dan kontrol yang divaksinasi.

Tabel 5. Nilai CT qPCR rata-rata untuk DNA ILTV yang dikumpulkan dari trakea, kelenjar Harderian, dan konjungtiva 5 hari pascatantangan dengan strain ILTV patogen 63140. Huruf (a – c) menunjukkan perbedaan yang signifikan antara kelompok vaksin dan tantangan untuk setiap minggu (p <0,05).

Tanda-tanda klinis dan DNA virus terdeteksi pada unggas yang ditantang pada 3 DPC, tetapi tanda-tanda pada kontrol positif menjadi lebih parah sebesar 5 dpc karena viral load trakea meningkat (Tabel 6). Skor tanda klinis yang diukur pada 5 dpc berkurang secara signifikan pada unggas yang divaksinasi/ditantang dibandingkan dengan kontrol positif, di semua titik pengumpulan kecuali 36 WOA ketika skor tanda klinis berkurang secara numerik. Semua kontrol negatif dan kontrol yang divaksinasi tidak memiliki tanda-tanda klinis, dan tanda-tanda klinis pada unggas yang divaksinasi/tantangan tidak berbeda secara signifikan dibandingkan dengan kontrol ini, kecuali pada 36 WOA ketika skor tanda klinis secara signifikan lebih tinggi.

Tabel 6. Tanda-tanda klinis diukur 5 hari setelah tantangan ILTV 63140. Huruf (a–b) menunjukkan perbedaan yang signifikan antara kelompok vaksin dan tantangan untuk setiap minggu (p <0,05).

Pemeriksaan histologis trakea dalam batas normal atau mengungkapkan trakeitis limfositik minimal hingga ringan di trakea dari semua kelompok. Untuk kontrol positif, 3/9 dan 1/10 pada minggu 20 dan 28, masing-masing, mengalami trakeitis nekrotikans fokal akut dengan syncytia dan inklusi intranuklear (Gambar 5).

Gambar 5. Lesi mikroskopis trakea konsisten dengan infeksi laryngotracheitis pada usia 20 minggu. (A) Banyak syncytia dengan inklusi intranuklear (panah). (B) Trakea lain dari kelompok yang sama menunjukkan syncytia dengan inklusi intranuklear (panah).

Tidak ada ikonostasis yang diamati pada trakea burung dari kelompok mana pun.

Titer IgG spesifik ILTV dalam serum yang dikumpulkan 5 hari pasca-tantangan secara signifikan lebih tinggi pada unggas yang divaksinasi dari kelompok yang ditantang dan tidak ditantang, dibandingkan dengan kontrol positif dan negatif (Gambar 6).

Gambar 6. Titer IgG spesifik ILTV dalam serum dikumpulkan 5 hari pascatantangan dengan strain ILTV 63140 untuk berbagai kelompok burung yang ditantang pada 20, 24, 28, 32, dan 36 WOA. Huruf (a–b) menunjukkan perbedaan yang signifikan antara kelompok vaksin dan tantangan untuk setiap minggu (p <0,05). −/−=tidak divaksinasi/tidak ditantang, ditambah /−=divaksinasi/tidak ditantang, ditambah / ditambah=divaksinasi/ditantang, −/ ditambah=tidak divaksinasi / ditantang.

For more information:1950477648nn@gmail.com